Тип работы:
Предмет:
Язык работы:


ИССЛЕДОВАНИЕ IN VITRO АДГЕЗИИ, ПРОЛИФЕРАЦИИ, ДИФФЕРЕНЦИРОВКИ СТРОМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК С ПОМОЩЬЮ ФЛУОРЕСЦЕНТНОГО ИНДИКАТОРА КАЛЬЦИЯ НА КОМПОЗИТНОЙ МАТРИЦЕ ИЗ БИОРАЗЛАГАЕМОГО СОПОЛИМЕРА

Работа №75492

Тип работы

Дипломные работы, ВКР

Предмет

биология

Объем работы54
Год сдачи2018
Стоимость4285 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
38
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


Введение 3
Глава 1. Обзор литературы по теме исследования 5
1.1. Стромальные стволовые клетки и внеклеточный матрикс 5
1.2. Клеточная адгезия и взаимодействие между клетками и поверхностью..12
1.3. Дифференцировка и пролиферация стволовых клеток 20
1.4. Сополимер поли-(лактид-ко-гликолид). Изготовление матрицы и капсул
на основе поли-(лактид-ко-гликолида) 29
Глава 2. Материалы и методы исследования 35
Глава 3. Полученные результаты и их обсуждение 41
Выводы 46
Список использованных источников 47

В настоящее время тканевая инженерия пытается использовать научные знания и достижения в разработке новых продуктов и методов лечения в различных сферах медицины, для ускорения регенерации или замены тканей, например, таких как кости, хрящи, сухожилия и связки. Сегодня стандартный подход тканевой инженерии для решения проблем восстановления и регенерации тканей, предусматривает совместное использование композитных материалов в виде трехмерных матриц, факторов роста и мультипотентных стволовых клеток (МСК). Стволовые клетки - это неспециализированные клетки со способностями к дифференцировке (становиться клетками другого типа) и самообновлению (самовоспроизводиться без дифференцировки).
Сегодня перспективным материалом для изготовления композитных матриц принято считать биоразлогаемые полимеры. Полимеры, такие как по- лигликолевая кислота (PGA), полимолочная кислота (PLA), полиэтиленгли-коль (PAG) и поли-(лактид-кокликолид) идеально подходят в качестве основного компонента композитных матриц, поскольку они биологически совместимы, биоразлагаемы и позволяют включать в свой состав различные биологически активные вещества и лекарственные препараты.
Традиционно для оценки взаимодействия и адгезии клеток к раз-личным носителям используют методику, основанную на снятии прикрепившихся клеток к поверхности матриц и их подсчете. В процессе отработки данной методики мы столкнулись с рядом сложностей, не позволяющей при-менять её в нашем случае. Оказалось, что сложная топография поверхности и не прозрачность полимерного покрытия в сочетании с высокой адгезивной способностью культуры мезенхимальных стромальных стволовых клеток (ССК) не позволяет снять все клетки и перевести их в суспензию. Из-за этого в последующем, не представляется возможным оценить пролиферацию и дифференцировку клеток.
Целью настоящей работы явилось - исследование in vitro прилипания, деления и дифференцировки стромальных стволовых клеток при помощи флуоресцентного индикатора кальция на композитной матрице из биоразлагаемого сополимера.
В соответствии с целью исследования были сформулированы следующие задачи:
1) провести оценку адгезии стромальных стволовых клеток на композитной матрице из биоразлагаемого сополимера;
2) осуществить оценку пролиферации стромальных стволовых клеток на композитной матрице из биоразлагаемого сополимера;
3) выполнить оценку дифференцировки стромальных стволовых клеток на композитной матрице из биоразлагаемого сополимера.
Выпускная квалификационная работа изложена на 54 страницах. Она состоит из оглавления, введения, трех основных глав и выводов. Список ис-пользованных источников насчитывает 85 наименований. В работе используются также 20 рисунков.

Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании студенческих
и аспирантских работ!


1. ССК имеют высокую адгезию к поверхности композитной матрицы из биоразлагаемого сополимера.
2. ССК активно пролиферируют на поверхности биоразлогаемого сополимера.
3. Поверхность композитной матрицы из биоразлогаемого сополимера не препятствует дифференцировки ССК в остеогенном направлении.



1. Алексеев К. В., Грицкова И. А., Кедик С. А. Полимеры для фармацевтической технологии / под ред. С. А. Кедика. Москва: Изд-во ИФТ, 2011. 511 с.
2. Конфокальный микроскоп NIKON ECLIPSE C1 Plus. URL: https://www.8a.ru/print/33381.php (дата обращения: 20.04.2018).
3. Культуральные среды. URL: https://www.dia-
m.ru/page.php?pageid=51577 (дата обращения: 15.02.2018).
4. Ответная реакция живых систем при взаимодействии с остеокондуктивным материалом на основе наногидроксиапатита, сополимера лактида и гликолида / С.В. Надеждин [и др.] // Технологии живых систем. 2017. № 6. С. 42-49.
5. Шишацкая Е. И., Николаева А. Д. Культивирование мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга на носителях из резорбируемого биопластотана // Гены и клетки. 2013. Т. VIII, № 1. С. 57¬65.
6. Adams G. B., Scadden D. T. A niche opportunity for stem cell thera-peutics // Gene Ther. 2008. Vol. 15, № 2. Pp. 96-99.
7. Alvarez-Buylla A., Lois C. Neuronal stem cells in the brain of adult vertebrates // Stem Cells. 1995. Vol. 13, Pp. 263-272.
8. Anandharamakrishnan C. Spray drying for nanoencapsulation of food components. Spray Drying Techniques for Food Ingredient Encapsulation // John Wiley & Sons, Ltd., Chichester, UK. 2015. Vol. 8. Pp. 180-197.
9. Broadus J., Doe Q. C. Extrinsic cues, intrinsic cues and microflaments regulate asymmetric protein localization in Drosophila neuroblasts // Curr Biol. 1997. Vol. 7. Pp. 827-835.
10. Burridge K., Chrzanowska-Wodnicka M. Focal adhesions, contractil¬ity, and signaling // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1996. Vol. 12. Pp. 463-518.
11. Catelas I., Sese N., Tawil B. Human mesenchymal stem cell prolifera-tion and osteogenic differentiation in fbrin gels in vitro // Tissue Eng. 2006. Vol. 12, № 8. Pp. 2385-2396.
12. Chen C. S., Mrksich M., Huang S. Geometric control of cell life and death // Science. 1997. Vol. 276, № 5317. Pp. 1425-1428.
13. Chomarat P., Dantin, C., Bennett. TNF skews monocyte differentia¬tion from macrophages to dendritic cells // J Immunol. 2003. Vol. 171, № 5. Pp. 2262-2269.
14. Combinatorial development of biomaterials for clonal growth of hu¬man pluripotent stem cells / Y. Mei [et al.] // Nat. Mater. 2010. Vol. 9, № 9. Pp. 768-778.
15. Cooper G. M. Cell: A Molecular Approach 2d ed // Amer. Soc. Microbi¬ol., Washington and Sinauer Associates. 2000. Vol. 8, № 3. Pp. 364-372.
16. Curran J. M., Chen R., Hunt J. A. The guidance of human Mesenchy-mal stem cell differentiation in vitro by controlled modifcations to the cell sub¬strate // Biomaterials. 2006. Vol. 27, № 27. Pp. 4783-4793.
17. Dalby M. J., Gadegaard N., Wilkinson C. D. The control of human mesenchymal cell differentiation using nanoscale symmetry and disorder // Nat Mater. 2007. Vol. 6, № 12. Pp. 997-1003.
18. Daley W. P., Peters S. B., Larsen M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine // J Cell Sci. 2008. Vol. 121, № 3. Pp. 255-264.
19. Dellatore S. M., Garcia A. S., Miller W. M. Mimicking stem cell niches to increase stem cell expansion // Curr opin Biotechnol. 2008. Vol. 19. Pp. 534-540.
20. Dhandayuthapani B., Yoshida Y., Kumar D. S. Polymeric scaffolds in tissue engineering application // Int. J. Polym. Sci. 2004. Vol. 11. Pp.19.
21. Ehninger A., Trumpp A. Te bone marrow stem cell niche grows up: mesenchymal stem cells and macrophages move in // J. Exp. Med. 2011. Vol. 208, № 3. Pp. 421-428.
22. Embryonic undifferentiated cells show scattering activity on a surface coated with immobilized Ecadherin / M. Nagaoka [et al.] // J Cell Biochem. 2008. Vol. 103, № 1. Pp. 296-310.
23. Emerman J. T., Burwen S. J., Pitelka D. R. Substrate properties influencing ultrastructural differentiation of mammary epithelial cells in culture // Tissue Cell. 1979. Vol. 11. Pp. 109-119.
24. Engler A. J., Sen S., Sweeney H. L. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification // Cell. 2006. Vol. 126, № 4. Pp. 677-689.
25. Estes B. T., Gimble J. M., Guilak F. Mechanical signals as regulators of stem cell fate // Curr top Dev Biol. 2004. Vol. 60. Pp. 91-126.
26. Friedland J. C., Lee M. H., Boettiger D. Mechanically activated integ- rin switch controls alpha5beta1 function // Science. 2009. Vol. 323, № 5914. Pp. 642-644.
27. Gage F.H., Ray J., Fisher L. J. Isolation, characterization and use of stem cells from the CNS // Annu Rev neurosci. 1996. Vol. 18. Pp. 159-192.
28. Gates B. D., Xu Q., Stewart M. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques // Chem. Rev. 2005. Vol. 105, № 4. Pp. 1171-1196.
29. Ghosh K., Ingber D. E. Micromechanical control of cell and tissue de-velopment: implications for tissue engineering // Adv Drug Deliv Rev. 2007. Vol. 59, № 13. Pp. 1306-1318.
30. Gunatillake P. A., Adhikari R. Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering // Eur. Cells Mater. 2003. Vol. 5. Pp. 1-16.
31. Guo W. H., Frey H. T., Burnham N. A. Substrate rigidity regulates the formation and maintenance of tissues // Biophys J. 2006. Vol. 90, № 6. Pp. 2213-2220.
32. Haaparanta A. M., Ella V., Rosling A. Improved Dimensional Stabil¬ity with Bioactive Glass Fiber Skeleton in Poly (lactide-co-glycolide) Porous Scaffolds for Tissue Engineering // Mater. Sci. Eng. C. 2015. Vol. 56, № 15. Pp. 457-466.
33. Habraken W. J., Wolke J. G., Mikos A. G.Injectable plga micro- sphere/calcium phosphate cements: Physical properties and degradation character-istics. Journal of Biomaterials Science. Polymer Edition // Int. J. Adv. Manufac. Techn. 2006. Vol. 17, № 31. Pp. 1057 - 1074.
34. Hadjipanayi E., Mudera V., Brown RAJ. Close dependence of fi bro-blast proliferation on collagen scaffold matrix stiffness // Tissue Eng Regen Med. 2009. Vol. 3, № 2. 77-84.
35. Hartmann C. A. Wnt canon orchestrating osteoblastogenesis // Trends Cell Biol. 2006. Vol. 16, № 3. Pp. 151-158.
36. Hayashi Y., Furue M. K., Okamoto T. Integrins regulate mouse em-bryonic stem cell self-renewal // Stem Cells. 2007. Vol. 25. Pp. 3005-3015.
37. Hersel U., Dahmen C., Kessler H. RGD modifed polymers : bio-materials for stimulated cell adhesion and beyond // Biomaterials. 2003. Vol. 24, № 24. Pp. 4385-4415.
38. Humphries J. D., Byron A., Humphries M. J. Integrin ligands at a glance // J. Cell Sci. 2006. Vol. 119, № 19. Pp. 3901-3903.
39. Ingber D. E. The mechanochemical basis of cell and tissue regulation // Mech Chem Biosyst. 2004. Vol. 1, № 1. Pp. 53-68.
40. Integrin activation and matrix binding mediate cellular responses to mechanical stretch / А. Katsumi [et al.] // J Biol Chem. 2005. Vol. 280, № 17. Pp. 16546-16549.
41. Jagur-Grodzinski J. Biomedical application of functional polymers // Reac. Fun. Polym. 1999. Vol. 39, № 2. Pp. 99-138.
42. Kane R. S., Takayama S., Ostuni E. Patterning proteins and cells us¬ing sof lithography // Biomaterials. 1999. Vol. 20, № 23-324. Pp. 2363-2376.
43. Kang S. W., Yang H. S., Seo S.W. Apatite-coated poly(lactic-co- glycolic acid) microspheres as an injectable scaffold for bone tissue engineering //
J. Biomed. Mater. Res. 2008. Vol. 85А. Pp. 747 -756.
44. Knoblich J. A. Mechanisms of asymmetric stem cell division // Cell.
2008. Vol. 132, № 4. Pp. 583-597.
45. Koeffler H. P., Bar-Eli M., Territo M. C. Phorbol ester effect of dif-ferentiation of human myeloid leukemia cell lines blocked at different stages of maturation // Cancer Res. 1981. Vol. 41, № 3. Pp. 919.
46. Lathia J. D., Patton B., Eckley D. M. Patterns of laminins and integ- rins in the embryonic ventricular zone of the CNS // J Comp neurol. 2007. Vol. 505, № 6. Pp. 630-643.
47. Letourneau P. C., Condic M. L., Snow D. M. Interactions of develop-ing neurons with the extracellular matrix // J neurosci. 1994. Vol. 14, № 3. Pp. 915-928.
48. Li W. J., Tuli R., Danielson K. G. A threedimensional nanofbrous scaffold for cartilage tissue engineering using human mesenchymal stem cells // Biomaterials. 2005. Vol. 26, № 6. Pp. 599-609.
49. Lin H. R., Yang C.Y., Shaw S.Y. Preparation of macroporous biode-gradable PLGA scaffolds for cell attachment with the use of mixed salts as poro- gen additives // J. Biomed. Mater. Res. 2002. Vol. 63, № 3. Pp. 271-279.
50. Lutolf M. P., Blau H. M. Artifcial stem cell niches // Adv. Mater.
2009. Vol. 21, № 32-33. Pp. 3255-3268.
51. Mano J. F., Sousa R.A., Boesel L. F. Bloinert, biodegradable and in-jectable polymeric matrix composites for hard tissue replacement: State of the art and recent developments // Comp. Sci. Techn. 2004. Vol. 64, № 6. Pp. 789 -817.
52. Martino M. M., Mochizuki M., Rothenfluh D. A. Controlling integrin specifcity and stem cell differentiation in 2D and 3D environments through regula-tion of fbronectin domain stability // Biomaterials. 2009. Vol. 30, № 6. Pp. 1089-1097.
53. McBeath R., Pirone D. M., Nelson C. M. Cell shape, cytoskeletal ten-sion, and RhoA regulate stem cell lineage commitment // Dev Cell. 2004. Vol. 6, № 4. Pp. 483-495.
54. Miao X., Xiao Y., Crawford R. Mechanical and Biological Properties of Hydroxyapatite/Tricalcium Phosphate Scaffolds Coated with Poly (lactic-co- glycolic acid) // Act. Biomater. 2008. Vol. 4, № 3. Pp. 638-645.
55. Mouthuy P. A., El-Sherbini Y., Cui Z. Layering PLGA-Based Elec-trospun Membranes and Cell Sheets for Engineering Cartilage-Bone Transition //
J. Tissue Eng. 2016. Vol. 10, № 4. Pp. 263-274.
56. Nagaoka M., Ise H., Harada I. Embryonic undifferentiated cells show scattering activity on a surface coated with immobilized Ecadherin // J Cell Bio- chem. 2008. Vol. 103. Pp. 296-310.
57. Najdanovic J., Cvetkovic V., Stojanovic S. The influence of adipose- derived stem cells induced into endothelial cells on ectopic vasculogenesis and os-teogenesis // Cell. Molec. Bioeng. 2015. Vol. 8, № 4. Pp. 577-590.
58. Ott H. C., Matthiesen T. S., Goh S. K. Perfusion-decellularized matrix: using nature’s platform to engineer a bioartifcial heart // Nat Med. 2008. Vol. 14, № 2. Pp. 213-221.
59. Pelham R. J., Wang Y. Cell locomotion and focal adhesions are regu-lated by substrate flexibility // Proc natl Acad Sci USA. 1997. Vol. 94, № 25. Pp. 13661-13665.
60. Petersenet S., Alonso J. M., Goeldner M. Phototriggering of cell adhe-sion by caged cyclic RGD peptides // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2008 .Vol. 47, № 17. Pp. 3192-3195.
61. Prusty D., Davis K. E., Farmer S. R. Activation of MEK/ERK signal¬ing promotes adipogenesis by enhancing peroxisome proliferator-activated recep¬tor gamma (PPARgamma) and C/EBPalpha gene expression during the differentia¬tion of 3T3-L1 preadipocytes // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 48. Pp. 46226¬46232.
62. Qin D., Xia Y., Whitesides G. M. Sof lithography for micro- and na-noscale patterning // Nat. Protoc. 2010. Vol. 5, № 3. Pp. 491-502.
63. Recruitment of stem and progenitor cells from the bone marrow niche requires MMP-9 mediated release of kit-ligand / В. Heissig [et al.] // Cell. 2002. Vol. 109, № 5. Pp. 625-637.
64. Rowlands A. S., George P. A., Cooper-White J. J. Directing osteogenic and myogenic differentiation of MSCs: interplay of stiffness and adhesive ligand presentation // Am J Physiol Cell Physiol. 2008. Vol. 295, № 4. Pp. 1037-1044.
65. Ruoslahti E., Pierschbacher M. D. New perspectives in cell adhesion: RGD and integrins // Science. 1987. Vol. 238, № 4286. Pp. 491-497.
66. Salgado A. J. Bone tissue engineering: State of the art and future trends // Macromol. Biosci. 2004. Vol. 4, № 8. Pp. 743-765.
67. Scadden D. T. The stem-cell niche as an entity of action // Nature. 2006. Vol. 441, № 7097. Pp. 1075-1079.
68. Schmid J., Wallkamm B., Hammerle C.H. The significance of angio-genesis in guided bone regeneration. A case report of a rabbit experiment // Clin. Oral Implants Res. 1997. Vol. 8. Pp. 244-248.
69. Shi X. T., Gong Y.H., Wang D.A. Enhancing alendronate release from a novel PLGA/hydroxyapatite microspheric system for bone repairing applications // Pharm. Res. 2009. Vol. 26, № 2. P. 422-430.
70. Tanentzapf G., Devenport D., Godt D. Integrin-dependent anchor¬ing of a stem-cell niche // Nat Cell Biol. 2007. Vol. 9, № 12. Pp. 1413-1418.
71. Tourniaire G., Collins J., Campbell S. Polymer microarrays for cellu¬lar adhesion // Chem. Commun. 2006. № 20. Pp. 2118-2120.
72. Tsimbouri P. M., Murawski K., Hamilton G. A genomics approach in determining nanotopographical effects on MSC phenotype // Biomaterials. 2013. Vol. 34, № 9. Pp. 2177-2184.
73. Visse R, Nagase H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases - structure, function, and biochemistry // Circ. Res. 2003. Vol. 92, № 8. Pp. 827-839.
74. Wang H. B., Dembo M., Wang Y. L. Substrate flexibility regulates growth and apoptosis of normal but not transformed cells // Am J Physiol Cell Physiol. 2000. Vol. 279, № 5. Pp. 1345-1350.
75. Wang Q., Detamore M. S., Berkland C. Hybrid hydroxyapatite nano-particle colloidal gels are injectable fillers for bone tissue engineering // Tissue Eng. 2013. Vol. 19, № 23-24. Pp. 2586-2593.
76. Watt F. M., Hogan B. L. Out of Eden: stem cells and their niches. Sci-ence. 2000. Vol. 287, № 5457. Pp. 1427-1430.
77. Weiss S., Reynolds B. A., Vescovi A. L. Is there a neural stem cell in the mammalian forebrain // Trends Neurosci. 1996. Vol. 19, № 9. Pp. 387-393.
78. Weissman I. L. Stem cells: units of development, units of regenera¬tion, and units in evolution // Cell. 2000. Vol. 100, № 1. Pp. 157-168.
79. Wells R. G., Discher D. E. Matrix elasticity, cytoskeletal tension, and TGF- 0: the insoluble and soluble meet // Sci Signal. 2008. Vol.1, № 10. Pp. 13.
80. Williams C.M., Engler A.J., Schwarzbauer J.E. Fibronectin expression modulates mammary epithelial cell proliferation during acinar differentiation // Cancer Res. 2008. Vol. 68, № 9. Pp. 3185-3192.
81. Wipff P. J., Rifkin D. B., Meister J. J. Myofbroblast contraction ac-tivates latent TGF-beta 1 from the extracellular matrix // J Cell Biol. 2007. Vol. 179, № 6. Pp. 1311-1323.
82. Xiao G., Jiang D., Gopalakrishnan R. Fibroblast growth factor 2 in-duction of the osteocalcin gene requires MAPK activity and phosphorylation of the osteoblast transcription factor, Cbfa1/Runx2 // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 39. Pp. 36181-36187.
83. Yang C., Tibbitt M. W., Basta L. Mechanical memory and dosing influence stem cell fate // Nat. Mater. 2014. Vol. 13. Pp. 645-652.
84. Zhang F. A., Song Q. X., Huang X. Novel High Mechanical Property PLGA Composite Matrix Loaded with Nanodiamond-Phospholipid Compound for Bone Tissue Engineering // ACS Appl. Mater. Inter. 2016. Vol. 8. Pp. 1087-1097.
85. Zhao W., Li J. J., Qiu X. F.. Fabrication of Functional PLGA-Based Electrospun Scaffolds and Their Applications in Biomedical // Mater. Sci. Eng. 2016. Vol. 59. Pp. 1181-1194.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.




© 2008-2022 Cервис помощи студентам в выполнении работ