Список сокращений 4
Введение 5
1. Обзор литературы 9
1.1. Растительные полифенолы 9
1.2. Организация хроматина 19
2. Результаты работы и их обсуждение 30
3. Экспериментальная часть 47
4. Заключение 52
5. Список литературы 54
6. Апробация результатов исследования
В регионах с различными условиями и образом жизни наблюдается различный спектр злокачественных опухолей, что даёт основания считать образ жизни одним из существенных факторов, влияющих на появление и развитие онкологических заболеваний. Это подтверждается и данными об изменении профиля онкологической заболеваемости у мигрантов [1]. В частности, общий характер питания коррелирует с различными группами онкологических заболеваний, однако в эпидемиологических исследованиях оценка влияния отдельных компонентов питания весьма затруднительна [2]. В связи с этим представляется конструктивным экспериментальное изучение механизмов действия ксенобиотиков - соединений, поступающих в клетки организма из окружающей среды, которые обладают антиканцерогенными свойствами. Такими соединениями, в частности, являются фитонутриенты - вторичные метаболиты растений.
Фитонутриенты играют большую роль в жизнедеятельности растений, и их основной функцией является защита растений от агрессивного воздействия внешнего мира, такого как ультрафиолетовое излучение, фотосинтетический стресс, температурные колебания окружающей среды и т.д. Биологическая активность и польза этих веществ была обнаружена людьми ещё c древних времён, и, как следствие, начала развиваться народная медицина, основанная на лечении травами и использовании различных диет. Фитотерапия была известна уже древним шумерам около 5000 лет назад: были найдены их таблички со списками сотен лекарственных растений, таких как мирра и опиум. А в Древней Греции, например, люди заметили лечебные свойства листьев ивы, в которых содержится ацетилсалициловая кислота, и делали из них настойки в качестве жаропонижающего лекарства. В Средние Века травничество было очень распространенно у монахов, которые в свободное время занимались систематизацией накопленных человечеством знаний и выращиванием лекарственных трав в монастырях. Таким образом, монастыри были центром медицинских знаний, а их сады - источником лекарств от простых заболеваний [3]. И лишь в конце 19-го - начале 20-го века учёные впервые смогли выделить активные вещества из экстрактов растений (салициловую кислоту, морфин и т.д.), установить их химический состав и доказать их лечебные свойства. Например, салициловая кислота была открыта и извлечена из сухих листьев таволги в 1897 году Артуром Айхенгрином и Феликсом Хоффманом и была модифицирована в ацетилсалициловую кислоту, которая всем больше известна как аспирин. Проведя клинические испытания, в том числе и на себе, Айхенгрин доказал анальгетическое и жаропонижающее свойство аспирина [4]. С этих пор метаболитам растений стало уделяться больше внимания.
По данным исследований, фитонутриенты могут непосредственно взаимодействовать с различными биомолекулами клетки, в том числе с ДНК и белками, важным элементом взаимодействия которых является регуляция функционирования генома. Это взаимодействие позволяет влиять на структуру хроматина, непосредственно путем изменения физико-химических характеристик ДНК, а также опосредованно через эпигенетическую регуляцию и влияние на белки-шапероны, что в конечном итоге изменяет экспрессию различных генов, а значит и в целом процессы жизнедеятельности клеток. В то же время для большой группы фитонутриентов - растительных полифенолов, были выявлены антиканцерогенные свойства в экспериментах на животных с химически индуцированными опухолями легкого, кишечника, молочной железы и других. Для большинства из них были отмечены значительные уменьшения скорости роста и размера опухолей, также отмечено активное ингибирование прогрессии опухолей и снижение частоты их образования. До настоящего времени ДНК-опосредованные механизмы действия растительных полифенолов на эукариотические клетки остаются невыясненными, в связи с чем исследование воздействия ряда данных соединений на структуру хроматина актуально для экспериментальной онкологии как в плане понимания закономерностей регуляции структуры хроматина, так и для совершенствования подходов к профилактике рака [5].
В данной работе в качестве объекта исследования выбраны такие растительные полифенолы как эпигаллакатехина галлат, кемпферол, апигенин и тимохинон, для которых накоплены убедительные данные об антиканцерогенном действии.
Одним из возможных ДНК-опосредованных механизмов действия полифенолов может быть их влияние на процессы компактизации ДНК, которые во многом определяются функционированием линкерных гистонов. Эти белки обеспечивают стабилизацию нуклеосом и участвуют в регуляции транскрипции, обеспечивая определенные изменения в профиле экспрессии генов. В частности, нок-даун вариантов линкерных гистонов Н1.2 и Н1.4, сопровождаемый снижением их содержания в хроматиновой фракции приводит к повышению экспрессии некодирующих РНК, что вызывает активацию интерферонового сигналинга 1 типа, препятствующего процессам канцерогенеза. Процесс компактизации ДНК важен для реализации клеточного деления, т.к. его нарушение может приводить к остановке клеточного цикла в S-фазе.
В связи с вышесказанным, целью представленной работы является исследование влияния ряда ДНК-тропных растительных полифенолов на локализацию линкерного гистона H1 в клетках линии HeLa и на распределение популяции этих клеток по фазам клеточного цикла.
Для достижения поставленной цели сформулированы следующие задачи:
1. Определить максимально нетоксичную концентрацию каждого из исследуемых соединений в отношении клеток линии HeLa методом МТТ- теста;
2. Изучить влияние соединений на локализацию двух вариантов линкерного гистона H1: H1.2 и H1.4 в хроматин-связанной и нуклеоплазматической фракциях клеток HeLa методом Вестерн-блоттинга:
- оценить дозозависимость эффекта при использовании максимально нетоксичной концентрации и ингибирующей метаболическую активность клеток на 20% для всех анализируемых соединений;
- определить зависимость эффекта от продолжительности экспозиции клеток к полифенолам.
3. Оценить влияние анализируемых соединений на прохождение клетками HeLa клеточного цикла с помощью проточной цитофлуориметрии
Представленное исследование было направлено на изучение ДНК- опосредованных эффектов растительных полифенолов, а именно, на анализ влияния малых природных ДНК-тропных молекул на локализацию линкерного гистона Н1 и на распределение популяции культивируемых клеток HeLa по фазам клеточного цикла. С помощью МТТ -теста были определены максимально нетоксичные концентрации растительных полифенолов, которые далее были использованы при изучении ДНК-опосредованных эффектов этих соединений. Ряд полученных в исследовании результатов свидетельствуют о правильности выдвинутой нами гипотезы о возможном влиянии растительных полифенолов на структуру хроматина путем вытеснения из хроматиновой фракции линкерных гистонов. Учитывая роль линкерных гистонов в процессе компактизации ДНК, важном для прохождения клеточного цикла, мы оценили влияние анализируемых полифенолов на распределение популяции культивируемых клеток HeLa по фазам клеточного цикла, однако значимых эффектов полифенолов в качестве блокаторов клеточного цикла не наблюдалось. Все полученные данные хорошо согласуются с опубликованными результатами исследований механизмов действия нового антиканцерогенного и противоопухолевого препарата кураксин CBL0137, который, так же как и растительные полифенолы, относится к малым ДНК-тропным молекулам.
Таким образом, все задачи, необходимые для достижения цели исследования выполнены полностью.
Полученные данные позволяют сделать следующие выводы:
1. Обработка клеток HeLa растительными полифенолами кемпферол и EGCG при использовании максимально нетоксичных концентраций вызывает статистически значимое снижение количества линкерных гистонов H1.2 и H1.4 в хроматин-связанной фракции.
2. Тенденция к снижению количества линкерных гистонов H1.2 и H1.4 в хроматин-связанной фракции клеток HeLa наблюдается при их обработке тимохиноном и апигенином, использованных в максимально нетоксичной концентрации (для подтверждения статистической значимости наблюдаемых эффектов необходимо проведение дополнительной серии экспериментов).
3. Различия в интенсивности снижения содержания линкерных гистонов Н1.2 и Н1.4 в хроматинсвязанной фракции клеток HeLa наблюдаются при действии всех анализируемых растительных полифенолов.
4. Для каждого из анализируемых растительных полифенолов динамика развития эффекта на содержание линкерных гистонов Н1.2 и Н1.4 в хроматин-связанной фракции клеток HeLa имеет особые временные зависимости; быстрее всего проявление эффекта происходит при действии кемпферола, для которого уже через 1 час обработки наблюдается снижение содержание линкерных гистонов в хроматин-связанной фракции на 65%.
5. Ни одно из анализируемых соединений не проявляет способности к блокированию прохождения клетками HeLa клеточного цикла, что было продемонстрировано как на несинхронизированной клеточной популяции, так и на популяциях клеток, находящихся в разных фазах клеточного цикла.
1. McDonald J.T., Farnworth M., Liu Z. Cancer and the healthy immigrant effect: a statistical analysis of cancer diagnosis using a linked Census-cancer registry administrative database // BMC Public Health. 2017. Vol. 17, № 1. P. 296.
2. Wiseman M.J. Nutrition and cancer: prevention and survival // Br. J. Nutr. 2019. Vol. 122, № 5. P. 481-487.
3. Godswill C. Medicinal Plants: The Medical, Food, and Nutritional Biochemistry and Uses. 2019. Vol. 5, № 11. P. 22.
4. Desborough M.J.R., Keeling D.M. The aspirin story - from willow to wonder drug // Br. J. Haematol. 2017. Vol. 177, № 5. P. 674-683.
5. Kirsanov K.I. et al. Influence of DNA-binding compounds with cancer preventive activity on the mechanisms of gene expression regulation // Adv. Mol. Oncol. 2019. Vol. 5, № 4. P. 41-63.
6. Shiny Т. et al. Phytochemical and hypoglycaemic activity investigation of Costus pictus plants from Kerala and Tamilnadu. Int.J. Pharm. Sci. Invent. 2013. Vol. 2 №5, 11-18.
7. Yang C.S. et al. Cancer prevention by tea and tea polyphenols // Asia Pac. J. Clin. Nutr. 2008. Vol. 17 Suppl 1. P. 245-248.
8. Ditu L.-M. et al. Introduction in Nutraceutical and Medicinal Foods // Therapeutic, Probiotic, and Unconventional Foods. Elsevier, 2018. P. 1 -12.
9. Ghosh K.S. et al. Studies on the interaction of copper complexes of (-)-epicatechin gallate and (-)-epigallocatechin gallate with calf thymus DNA // J. Inorg. Biochem. 2008. Vol. 102, № 9. P. 1711-1718.
10. Kanwal R. et al. Dietary Flavones as Dual Inhibitors of DNA Methyltransferases and Histone Methyltransferases // PLOS ONE / ed. Dahiya R. 2016. Vol. 11, № 9. P. e0162956.
11. Mikutis G. et al. Phenolic promiscuity in the cell nucleus - epigallocatechingallate (EGCG) and theaflavin-3,3'-digallate from green and black tea bind to model cell nuclear structures including histone proteins, double stranded DNA and telomeric quadruplex DNA // Food Funct. 2013. Vol. 4, № 2. P. 328-337.
12. Salem A.A. et al. Interaction of human telomeric G-quadruplex DNA with thymoquinone: A possible mechanism for thymoquinone anticancer effect // Biochim. Biophys. Acta BBA - Gen. Subj. 2015. Vol. 1850, № 2. P. 329-342.
13. Kanakis C.D. et al. DNA Interaction with Naturally Occurring Antioxidant Flavonoids Quercetin, Kaempferol, and Delphinidin // J. Biomol. Struct. Dyn. 2005. Vol. 22, № 6. P. 719-724.
14. Boege F. et al. Selected Novel Flavones Inhibit the DNA Binding or the DNA Religation Step of Eukaryotic Topoisomerase I // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, №
4. P. 2262-2270.
15. Elliott J., Scarpello J.H.B., Morgan N.G. Effects of tyrosine kinase inhibitors on cell death induced by sodium fluoride and pertussis toxin in the pancreatic 0-cell line, RINm5F // Br. J. Pharmacol. 2001. Vol. 132, № 1. P. 119-126.
16. Ashley R.E., Osheroff N. Natural Products as Topoisomerase II Poisons: Effects of Thymoquinone on DNA Cleavage Mediated by Human Topoisomerase IIa // Chem. Res. Toxicol. 2014. Vol. 27, № 5. P. 787-793.
17. Selvi B R. et al. Sanguinarine Interacts with Chromatin, Modulates Epigenetic Modifications, and Transcription in the Context of Chromatin // Chem. Biol. 2009. Vol. 16, № 2. P. 203-216.
18. Pang J. et al. Thymoquinone exerts potent growth-suppressive activity on leukemia through DNA hypermethylation reversal in leukemia cells // Oncotarget. 2017. Vol. 8, № 21. P. 34453-34467.
19. Paredes-Gonzalez X. et al. Apigenin reactivates Nrf2 anti-oxidative stress signaling in mouse skin epidermal JB6 P + cells through epigenetics modifications // AAPS
J. 2014. Vol. 16, № 4. P. 727-735.
20. Nandakumar V., Vaid M., Katiyar S.K. (-)-Epigallocatechin-3-gallate reactivates silenced tumor suppressor genes, Cip1/p21 and p16INK4a, by reducing DNA methylation and increasing histones acetylation in human skin cancer cells // Carcinogenesis. 2011. Vol. 32, № 4. P. 537-544.
21. Khan M.A. et al. (-)-Epigallocatechin-3-gallate reverses the expression of various tumor-suppressor genes by inhibiting DNA methyltransferases and histone deacetylases in human cervical cancer cells // Oncol. Rep. 2015. Vol. 33, № 4. P. 1976-1984.
22. Berger A. et al. Kaempferol, a new nutrition-derived pan-inhibitor of human histone deacetylases // J. Nutr. Biochem. 2013. Vol. 24, № 6. P. 977-985.
23. Attoub S. et al. Thymoquinone as an anticancer agent: evidence from inhibition of cancer cells viability and invasion in vitro and tumor growth in vivo// Fundam. Clin. Pharmacol. 2013. Vol. 27, № 5. P. 557-569.
24. Flores K. et al. The Nuclear Translocation of Mitogen-Activated Protein Kinases: Molecular Mechanisms and Use as Novel Therapeutic Target // Neuroendocrinology. 2019. Vol. 108, № 2. P. 121-131.
25. Shankar S., Marsh L., Srivastava R.K. EGCG inhibits growth of human pancreatic tumors orthotopically implanted in Balb C nude mice through modulation of FKHRL1/FOXO3a and neuropilin // Mol. Cell. Biochem. 2013. Vol. 372, № 1-2. P. 83-94.
26. Koh Y.W. et al. Green tea (-)-epigallocatechin-3-gallate inhibits HGF-induced progression in oral cavity cancer through suppression of HGF/c-Met // J. Nutr. Biochem. 2011. Vol. 22, № 11. P. 1074-1083.
27. Chen M.-C. et al. Inhibition of NF-KB and metastasis in irinotecan (CPT-11)- resistant LoVo colon cancer cells by thymoquinone via JNK and p38: TQ Inhibits NF-KB and Metastasis in CPT-11-R Cells Via JNK and p38 // Environ. Toxicol.
2017. Vol. 32, № 2. P. 669-678.
28. Weinberg R.A. The biology of cancer. N-Y. Garland Science, 2014, 2nd Ed, P. 960.
29. Xu M. et al. Apigenin suppresses colorectal cancer cell proliferation, migration and invasion via inhibition of the Wnt/^-catenin signaling pathway // Oncol. Lett. 2016. Vol. 11, № 5. P. 3075-3080.
30. Bradley J. TNF-mediated inflammatory disease // J. Pathol. 2008. Vol. 214, № 2. P. 149-160.
31. Lee S.-H. et al. Inhibitory effects of flavonoids on TNF-a-induced IL-8 gene expression in HEK 293 cells // BMB Rep. 2009. Vol. 42, № 5. P. 265-270.
32. Sarbassov D.D. Phosphorylation and Regulation of Akt/PKB by the Rictor-mTOR Complex // Science. 2005. Vol. 307, № 5712. P. 1098-1101.
33. Tong X., Pelling J. Targeting the PI3K/Akt/mTOR Axis by Apigenin for Cancer Prevention // Anticancer Agents Med. Chem. 2013. Vol. 13, № 7. P. 971-978.
34. Li Y. et al. Targeting the Hedgehog signaling pathway for cancer therapy // Expert Opin. Ther. Targets. 2012. Vol. 16, № 1. P. 49-66.
35. Tang A.-Q. et al. Apigenin inhibits the self-renewal capacity of human ovarian cancer SKOV3-derived sphere-forming cells // Mol. Med. Rep. 2015. Vol. 11, №
3. P. 2221-2226.
36. Hosoya T. et al. Naturally Occurring Small-Molecule Inhibitors of Hedgehog/GLI- Mediated Transcription // ChemBioChem. 2008. Vol. 9, № 7. P. 1082-1092.
37. Wang Z. et al. Targeting Notch signaling pathway to overcome drug resistance for cancer therapy // Biochim. Biophys. Acta BBA - Rev. Cancer. 2010. Vol. 1806, №
2. P. 258-267.
38. Lee S.H. et al. Epigallocatechin-3-gallate attenuates head and neck cancer stem cell traits through suppression of Notch pathway // Eur. J. Cancer. 2013. Vol. 49, № 15. P. 3210-3218.
39. Brown D.T. Histone H1 and the dynamic regulation of chromatin function // Biochem. Cell Biol. Biochim. Biol. Cell. 2003. Vol. 81, № 3. P. 221-227.
40. McGinty R.K., Tan S. Nucleosome Structure and Function // Chem. Rev. 2015. Vol. 115, № 6. P. 2255-2273.
41. Alva V. et al. On the origin of the histone fold // BMC Struct. Biol. 2007. Vol. 7, № 1. P. 17.
42. Kuzmichev A. et al. Different EZH2-containing complexes target methylation of histone H1 or nucleosomal histone H3 // Mol. Cell. 2004. Vol. 14, № 2. P. 183-193.
43. Wintjens R., Rooman M. Structural classification of HTH DNA-binding domains and protein-DNA interaction modes // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 262, № 2. P. 294-313.
44. Zhou B.-R. et al. Structural insights into the histone H1-nucleosome complex // Proc. Natl. Acad. Sci. 2013. Vol. 110, № 48. P. 19390-19395.
45. Lu X. et al. Chromatin Condensing Functions of the Linker Histone C-Terminal Domain Are Mediated by Specific Amino Acid Composition and Intrinsic Protein Disorder f// Biochemistry. 2009. Vol. 48, № 1. P. 164-172.
46. Marzluff W.F. et al. The Human and Mouse Replication-Dependent Histone Genes // Genomics. 2002. Vol. 80, № 5. P. 487-498.
47. Lyubitelev A.V. et al. Structures And Functions Of Linker Histones // Biochemistry. 2016. Vol. 81, № 3. P. 329 - 338.
48. Clausell J. et al. Histone H1 Subtypes Differentially Modulate Chromatin Condensation without Preventing ATP-Dependent Remodeling by SWI/SNF or NURF // PLoS ONE / ed. Aramayo R. 2009. Vol. 4, № 10. P. e0007243.
59. Fan Y. et al. H1 Linker Histones Are Essential for Mouse Development and Affect Nucleosome Spacing In Vivo // Mol. Cell. Biol. 2003. Vol. 23, № 13. P. 4559-4572.
50. Happel N., Doenecke D. Histone H1 and its isoforms: Contribution to chromatin structure and function // Gene. 2009. Vol. 431, № 1-2. P. 1-12.
51. Cooper G.M. (2000) "Chapter 14: The Eukaryotic Cell Cycle". The cell: a molecular approach (2nd ed.). Washington, D.C: ASM Press. ISBN 978-0-87893-106-4
52. Happel N. et al. H1 subtype expression during cell proliferation and growth arrest // Cell Cycle. 2009. Vol. 8, № 14. P. 2226-2232.
53. Wisniewski J.R. et al. Mass Spectrometric Mapping of Linker Histone H1 Variants Reveals Multiple Acetylations, Methylations, and Phosphorylation as Well as Differences between Cell Culture and Tissue // Molecular And Cellular Proteomics.
2007. Vol. 6 , № 1. P. 72-87.
54. Leonova K. et al. TRAIN (Transcription of Repeats Activates INterferon) in response to chromatin destabilization induced by small molecules in mammalian cells // eLife. 2018. Vol. 7. P. 26.
55. Safina A. et al. FACT is a sensor of DNA torsional stress in eukaryotic cells // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45, No. 4 1925-1945.
56. Jin M.-Z. et al. Curaxin CBL0137 Exerts Anticancer Activity via Diverse Mechanisms // Front. Oncol. 2018. Vol. 8. P. 598.
57. Ma H.T., Poon R.Y.C. Synchronization of HeLa Cells // Cell Cycle Synchronization / ed. Banfalvi G. Totowa, NJ: Humana Press, 2011. Vol. 761. P. 151-161.
58. Izquierdo-Bouldstridge A. et al. Histone H1 depletion triggers an interferon response in cancer cells via activation of heterochromatic repeats // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45, № 20. P. 11622-11642.