Тип работы:
 Предмет:
 Язык работы:


Молекулярные механизмы ложных генетических взаимодействий в библиотеке нокаутных дрожжевых штаммов

Работа №75022

Тип работы

Бакалаврская работа

Предмет

физика

Объем работы49
Год сдачи2020
Стоимость4355 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
26
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


Список используемых сокращений
Введение 4
Обзор литературы 6
Saccharomyces cerevisiaeкак модельный организм 6
Проект SGDP по созданию делеционной коллекции 6
Применение нокаутной коллекции 8
Генетические взаимодействия 9
Глобальная сеть генетических взаимодействий 11
Эффект соседствующего гена 13
Трансляция у эукариот и её регуляция 14
Инициация трансляции 14
Терминация трансляции 16
Реинициация трансляции и uORF 18
Полиаденилирование и уровень экспрессии 19
Рибосомный профайлинг 20
Цель и задачи исследования 21
Материалы и методы 22
Исходные данные 22
Методы 22
Обработка результатов секвенирования 22
Анализ дифференциальной экспрессии 22
Модель для расчёта дифференциальной экспрессии 23
Приложение инструмента svist4get для анализа 25
Результаты 26
Уровень экспрессии кассеты KanMX 26
Кассета KanMX смещает сайты старта транскрипции соседних генов, приводя к появлению блокирующих uORF 27
Кассета KanMX нарушает посттранскрипционную модификацию 3’ конца транскриптов соседних генов 29
Смещения TSS и активация альтернативных PAS, как молекулярный механизм NGE 31
Заключение 34
Выводы 36

Гаплоидный геном дрожжей Saccharomyces cerevisiaeсодержит около 6000 генов [1]. Два десятилетия назад в рамках программы SGDP (англ. Sac¬charomyces Genome Deletion Project) была создана библиотека нокаутных штаммов [2, 3]. Целью этого проекта было выяснение функций отдельных генов посредством фенотипического анализа соответствующих мутантов. Каждый ген в этой библиотеке был заменен кассетой KanMX [4], содержащей ген устойчивости к антибиотику G418 под контролем сильного TEF-промотора. Терминатор TEF, а также соседние последовательности, в том числе искусственные уникальные теги и участки из исходного вектора, вставляются в хромосому вместе с геном KanMX.
Создание нокаутной библиотеки было революционным в области молекулярной генетики эукариот. В частности, многие гены были функционально охарактеризованы путём анализа фенотипа и генетических взаимодействий соответствующих нокаутных штаммов [5, 6, 7].
Тем не менее, в ходе процедуры производства нокаутного штамма генетический локус претерпевает сильные изменения. Поскольку дрожжи имеют компактный геном с очень короткими расстояниями между генами, введение сильно экспрессирующейся генетической кассеты, в принципе, может существенно изменить профиль транскрипции прилегающих областей, влияя на экспрессию соседних генов. Ранее было проведено исследование влияния соседних генов (англ. neighboring gene effect, NGE) на генетические взаимодействия [8, 9, 10]. Однако молекулярные механизмы такого воздействия не анализировались.
В данной работе, используя данные рибосомного профайлинга для нескольких десятков нокаутных штаммов S .cerevisiae,мы проанализировали транскрипционные и трансляционные изменения, индуцированные кассетой KanMX в модифицированных геномных локусах. Во многих случаях мы обнаружили существенные изменения в уровне экспрессии соседних генов, происходящие как на уровне транскрипции, так и на уровне трансляции. Эти изменения включают смещение сайтов старта транскрипции и активацию альтернативных сайтов полиаденилирования. Наиболее существенные изменения наблюдались, когда удаляемый ген располагался в направлении “голова к голове” (5’-конец к 5’-концу) относительно соседнего гена. В этом случае смещение старта транскрипции соседнего гена в 5’-концевом направлении удлиняло 5’-нетранслируемую область мРНК и влияло на её трансляцию через появление новых стартовых кодонов, предшествующих основному. При расположении генов “хвост к хвосту” (3’-конец к 3’-концу) была обнаружена активация альтернативных сайтов полиаденилирования в транскрипте соседнего гена и, как следствие, укорочение З’-нетранслируемой области.
Наши наблюдения описывают взаимодействие кассеты KanMX с соседними генами и дают представление о молекулярных механизмах, вовлеченных в феномен NGE. Мы предполагаем, что во многих случаях NGE нокаутных штаммов вызван дефектами на трансляционном уровне, аналогичным тем, которые были выявлены в нашем исследовании.


Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании работ!
ДИПЛОМНЫЕ МАГИСТЕРСКИЕ ДИССЕРТАЦИИ
КУРСОВЫЕ СТАТЬИ ВКР

1) В результате анализа данных рибосомного профайлинга нокаутных штаммов дрожжей S. cerevisiaeобнаружены случаи влияния нокаутирующей KanMX-кассеты на экспрессию соседнего гена.
2) Составлена классификация таких случаев:
а) транскрипционная активация или репрессия соседних генов;
б) смещение сайта старта транскрипции соседнего гена в сторону кассеты KanMX, вызывающее появление ингибирующих uAUG в удлиненной 5’-НТО и падение уровня трансляции основной рамки;
в) активация альтернативных сайтов полиаденелирования пре-мРНК, приводящая к изменению длины 3’-НТО и дерегулированию экспрессии мРНК на трансляционном уровне.
3) Количественно охарактеризовано влияние этих случаев на уровень транскрипции и трансляции соседнего гена для 59 нокаутных штаммов дрожжей.
4) Предложена модель механистического объяснения феномена NGE (эффекта соседствующего гена).



[1] A. Goffeau, B. G. Barrell, H. Bussey, R. W. Davis, B. Dujon, H. Feldmann,
F. Galibert, J. D. Hoheisel, C. Jacq, M. Johnston, E. J. Louis, H. W. Mewes, Y. Murakami, P. Philippsen, H. Tettelin, and S. G. Oliver. Life with 6000 genes. Science, 274(5287):546-567, October 1996.
[2] Guri Giaever, Angela M. Chu, Li Ni, Carla Connelly, Linda Riles, Steeve Veronneau, Sally Dow, Ankuta Lucau-Danila, Keith Anderson, Bruno Andre, Adam P. Arkin, Anna Astromoff, Mohamed El Bakkoury, Rhonda Bangham, Rocio Benito, Sophie Brachat, Stefano Campanaro, Matt Cur¬tiss, Karen Davis, Adam Deutschbauer, Karl-Dieter Entian, Patrick Fla¬herty, Francoise Foury, David J. Garfinkel, Mark Gerstein, Deanna Gotte, Ulrich Giildener, Johannes H. Hegemann, Svenja Hempel, Zelek Herman, Daniel F. Jaramillo, Diane E. Kelly, Steven L. Kelly, Peter Kotter, Dar¬lene LaBonte, David C. Lamb, Ning Lan, Hong Liang, Hong Liao, Lucy Liu, Chuanyun Luo, Marc Lussier, Rong Mao, Patrice Menard, Siew Loon Ooi, Jose L. Revuelta, Christopher J. Roberts, Matthias Rose, Petra Ross- Macdonald, Bart Scherens, Greg Schimmack, Brenda Shafer, Daniel D. Shoemaker, Sharon Sookhai-Mahadeo, Reginald K. Storms, Jeffrey N. Strathern, Giorgio Valle, Marleen Voet, Guido Volckaert, Ching yun Wang, Teresa R. Ward, Julie Wilhelmy, Elizabeth A. Winzeler, Yonghong Yang, Grace Yen, Elaine Youngman, Kexin Yu, Howard Bussey, Jef D. Boeke, Michael Snyder, Peter Philippsen, Ronald W. Davis, and Mark John¬ston. Functional profiling of the saccharomyces cerevisiae genome. Nature, 418(6896):387-391, July 2002.
[3] Elizabeth A. Winzeler, Daniel D. Shoemaker, Anna Astromoff, Hong Liang, Keith Anderson, Bruno Andre, Rhonda Bangham, Rocio Benito, Jef D. Boeke, Howard Bussey, Angela M. Chu, Carla Connelly, Karen Davis, Fred Dietrich, Sally Whelen Dow, Mohamed El Bakkoury, Franqoise Foury, Stephen H. Friend, Erik Gentalen, Guri Giaever, Johannes H. Hege- mann, Ted Jones, Michael Laub, Hong Liao, Nicole Liebundguth, David J. Lockhart, Anca Lucau-Danila, Marc Lussier, Nasiha M’Rabet, Patrice Menard, Michael Mittmann, Chai Pai, Corinne Rebischung, Jose L. Re- vuelta, Linda Riles, Christopher J. Roberts, Petra Ross-MacDonald, Bart Scherens, Michael Snyder, Sharon Sookhai-Mahadeo, Reginald K. Storms, Steeve Veeronneau, Marleen Voet, Guido Volckaert, Teresa R. Ward, Robert Wysocki, Grace S. Yen, Kexin Yu, Katja Zimmermann, Peter Philippsen, Mark Johnston, and Ronald W. Davis. Functional characterization of the s. cerevisiae genome by gene deletion and parallel analysis. Science, 285(5429):901-906, 1999.
[4] Saccharomyces Genome Deletion Project.http://www-sequence.stanford.edu/group/yeast_deletion_project/project_desc.html#cassettes.
[5] Guri Giaever and Corey Nislow. The yeast deletion collection: A decade of functional genomics. Genetics, 197(2):451—465, jun 2014.
[6] Michael Costanzo, Elena Kuzmin, Jolanda van Leeuwen, Barbara Mair, Jason Moffat, Charles Boone, and Brenda Andrews. Global genetic net¬works and the genotype-to-phenotype relationship. Cell, 177(1):85-100, mar 2019.
[7] Siew Loon Ooi, Xuewen Pan, Brian D. Peyser, Ping Ye, Pamela B. Meluh, Daniel S. Yuan, Rafael A. Irizarry, Joel S. Bader, Forrest A. Spencer, and Jef D. Boeke. Global synthetic-lethality analysis and yeast functional pro¬filing. Trends in Genetics, 22(1):56-63, jan 2006.
[8] Matej Usaj, Yizhao Tan, Wen Wang, Benjamin VanderSluis, Albert Zou, Chad L. Myers, Michael Costanzo, Brenda Andrews, and Charles Boone. Thecellmap.org: A web-accessible database for visualizing and mining the global yeast genetic interaction network. G3: Genes, Genomes, Genetics, 7(5):1539-1549, 2017.
[9] Nir Atias, Martin Kupiec, and Roded Sharan. Systematic identification and correction of annotation errors in the genetic interaction map ofSac- charomyces cerevisiae. Nucleic Acids Research, 44(5):e50-e50, nov 2015.
[10] Taly Ben-Shitrit, Nir Yosef, Keren Shemesh, Roded Sharan, Eytan Ruppin, and Martin Kupiec. Systematic identification of gene annotation errors in the widely used yeast mutation collections. Nature Methods, 9(4):373-378, feb 2012.
[11] Alexandre Guilliermond. The yeasts, translated from the french by f. w. tanner. The Plimpton Press, Norwood, MA., 1920.
[12] Alan G. Hinnebusch and Mark Johnston. YeastBook: An encyclopedia of the reference eukaryotic cell. Genetics, 189(3):683-684, November 2011.
[13] Bernard Dujon. The yeast genome project: what did we learn? Trends in Genetics, 12(7):263-270, July 1996.
[14] Sven Heinicke, Michael S. Livstone, Charles Lu, Rose Oughtred, Fan Kang, Samuel V. Angiuoli, Owen White, David Botstein, and Kara Dolinski. The princeton protein orthology database (p-POD): A comparative genomics analysis tool for biologists. PLoS ONE, 2(8):e766, August 2007.
[15] A. Baudin, O. Ozier-Kalogeropoulos, A. Denouel, F. Lacroute, and C. Cullin. A simple and efficient method for direct gene deletion in Sac- charomyces cerevisiae. Nucleic Acids Research, 21(14):3329—3330, 1993.
[16] N. T. Ingolia, S. Ghaemmaghami, J. R. S. Newman, and J. S. Weissman. Genome-wide analysis in vivo of translation with nucleotide resolution us¬ing ribosome profiling. Science, 324(5924):218-223, April 2009.
[17] Nancy Kedersha and Paul Anderson. Chapter 4 regulation of translation by stress granules and processing bodies. In Progress in Molecular Biology and Translational Science, pages 155-185. Elsevier, 2009.
[18] Michael Altmann and Patrick Linder. Power of yeast for analysis of eukary¬otic translation initiation. Journal of Biological Chemistry, 285(42):31907- 31912, August 2010.
[19] Li Ni and Michael Snyder. A genomic study of the bipolar bud site se¬lection pattern inSaccharomyces cerevisiae. Molecular Biology of the Cell, 12(7):2147-2170, July 2001.
[20] Nicolas Page, Manon Gerard-Vincent, Patrice Menard, Maude Beaulieu, Masayuki Azuma, Gerrit J. P. Dijkgraaf, Huijuan Li, Jose Marcoux, Thuy Nguyen, Tim Dowse, Anne-Marie Sdicu, and Howard Bussey. A saccha- romyces cerevisiae genome-wide mutant screen for altered sensitivity to k1 killer toxin. Genetics, 163(3):875-894, 2003.
[21] Ainslie B. Parsons, Andres Lopez, Inmar E. Givoni, David E. Williams, Christopher A. Gray, Justin Porter, Gordon Chua, Richelle Sopko, Re¬nee L. Brost, Cheuk-Hei Ho, Jiyi Wang, Troy Ketela, Charles Brenner, Julie A. Brill, G. Esteban Fernandez, Todd C. Lorenz, Gregory S. Payne, Satoru Ishihara, Yoshikazu Ohya, Brenda Andrews, Timothy R. Hughes, Brendan J. Frey, Todd R. Graham, Raymond J. Andersen, and Charles Boone. Exploring the mode-of-action of bioactive compounds by chemical- genetic profiling in yeast. Cell, 126(3):611-625, August 2006.
[22] Esti Yeger-Lotem, Laura Riva, Linhui Julie Su, Aaron D Gitler, Anil G Cashikar, Oliver D King, Pavan K Auluck, Melissa L Geddie, Julie S Valastyan, David R Karger, Susan Lindquist, and Ernest Fraenkel. Bridg¬ing high-throughput genetic and transcriptional data reveals cellular re¬sponses to alpha-synuclein toxicity. Nature Genetics, 41(3):316-323, Febru¬ary 2009.
[23] S. Willingham. Yeast genes that enhance the toxicity of a mutant hunt- ingtin fragment or -synuclein. Science, 302(5651):1769-1772, December
2003.
[24] Anita L. Manogaran, Viviana M. Fajardo, Robert J. D. Reid, Rodney Rothstein, and Susan W. Liebman. Most, but not all, yeast strains in the deletion library contain the [PIN+] prion. Yeast, 2009.
[25] Zhihui Sun, Zamia Diaz, Xiaodong Fang, Michael P. Hart, Alessandra Chesi, James Shorter, and Aaron D. Gitler. Molecular determinants and genetic modifiers of aggregation and toxicity for the ALS disease protein FUS/TLS. PLoS Biology, 9(4):e1000614, April 2011.
[26] R. A. Fisher. XV.—the correlation between relatives on the supposition of mendelian inheritance. Transactions of the Royal Society of Edinburgh, 52(2):399-433, 1919.
[27] Patrick C. Phillips, Sarah P. Otto, and Michael C. Whitlock. Beyond the average. Epistasis and the evolutionary process, pages 20-38, 2000.
[28] Ramamurthy Mani, Robert P St Onge, John L Hartman, Guri Giaever, and Frederick P Roth. Defining genetic interaction. Proceedings of the National Academy of Sciences, 105(9):3461-3466, 2008.
[29] Amy Hin Yan Tong, Marie Evangelista, Ainslie B Parsons, Hong Xu, Gary D Bader, Nicholas Page, Mark Robinson, Sasan Raghibizadeh, Christopher WV Hogue, Howard Bussey, et al. Systematic genetic analysis with ordered arrays of yeast deletion mutants. Science, 294(5550):2364- 2368, 2001.
[30] Michael Costanzo, Anastasia Baryshnikova, Jeremy Bellay, Yungil Kim, Eric D Spear, Carolyn S Sevier, Huiming Ding, Judice LY Koh, Kiana Toufighi, Sara Mostafavi, et al. The genetic landscape of a cell. Science, 327(5964):425-431, 2010.
[31] Michael Costanzo, Anastasia Baryshnikova, Chad L Myers, Brenda An¬drews, and Charles Boone. Charting the genetic interaction map of a cell. Current opinion in biotechnology, 22(1):66-74, 2011.
[32] Michael Costanzo, Benjamin VanderSluis, Elizabeth N Koch, Anastasia Baryshnikova, Carles Pons, Guihong Tan, Wen Wang, Matej Usaj, Julia Hanchard, Susan D Lee, et al. A global genetic interaction network maps a wiring diagram of cellular function. Science, 353(6306), 2016.
[33] O. M. Alekhina and K. S. Vassilenko. Translation initiation in eukaryotes: Versatility of the scanning model. Biochemistry (Moscow), 77(13):1465- 1477, December 2012.
[34] Alan G. Hinnebusch. The scanning mechanism of eukaryotic translation initiation. Annual Review of Biochemistry, 83(1):779—812, June 2014.
[35] Richard J. Jackson, Christopher U. T. Hellen, and Tatyana V. Pestova. The mechanism of eukaryotic translation initiation and principles of its regu¬lation. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 11(2):113—127, February
2010.
[36] William C. Merrick and Graham D. Pavitt. Protein synthesis initia¬tion in eukaryotic cells. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 10(12):a033092, May 2018.
[37] Elena Z. Alkalaeva, Andrey V. Pisarev, Lyudmila Y. Frolova, Lev L. Kisse- lev, and Tatyana V. Pestova. In vitro reconstitution of eukaryotic trans¬lation reveals cooperativity between release factors eRF1 and eRF3. Cell, 125(6):1125—1136, June 2006.
[38] Sichen Shao, Jason Murray, Alan Brown, Jack Taunton, V. Ramakrishnan, and Ramanujan S. Hegde. Decoding mammalian ribosome-mRNA states by translational GTPase complexes. Cell, 167(5):1229—1240.e15, November 2016.
[39] Ludmila Y. Frolova, Ruslan Y. Tsivkovskii, Galina F. Sivolobova, Nina Y. Oparina, Oleg I. Serpinsky, Vladimir M. Blinov, Sergey I. Tatkov, and Lev L. Kisselev. Mutations in the highly conserved GGQ motif of class 1 polypeptide release factors abolish ability of human eRF1 to trigger peptidyl-tRNA hydrolysis. RNA, 5(8):1014—1020, August 1999.
[40] C. J. Shoemaker and R. Green. Kinetic analysis reveals the ordered cou¬pling of translation termination and ribosome recycling in yeast. Proceed¬ings of the National Academy of Sciences, 108(51):E1392—E1398, December
2011.
[41] Vasili Hauryliuk, Andrey Zavialov, Lev Kisselev, and Mans Ehrenberg. Class-1 release factor eRF1 promotes GTP binding by class-2 release factor eRF3. Biochimie, 88(7):747—757, July 2006.
[42] Christopher U.T. Hellen. Translation termination and ribosome recycling in eukaryotes. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 10(10):a032656, May 2018.
[43] Anne Preis, Andre Heuer, Clara Barrio-Garcia, Andreas Hauser, Daniel E. Eyler, Otto Berninghausen, Rachel Green, Thomas Becker, and Roland Beckmann. Cryoelectron microscopic structures of eukaryotic translation termination complexes containing eRF1-eRF3 or eRF1-ABCE1. Cell Re¬ports, 8(1):59—65, July 2014.
[44] Christian Beifiel, Bettina Neumann, Simon Uhse, Irene Hampe, Prajwal Karki, and Heike Krebber. Translation termination depends on the se¬quential ribosomal entry of eRF1 and eRF3. Nucleic Acids Research, 47(9):4798-4813, March 2019.
[45] Andre Heuer, Milan Gerovac, Christian Schmidt, Simon Trowitzsch, Anne Preis, Peter Kotter, Otto Berninghausen, Thomas Becker, Roland Beck¬mann, and Robert Tampe. Structure of the 40s-ABCE1 post-splitting complex in ribosome recycling and translation initiation. Nature Struc¬tural & Molecular Biology, 24(5):453-460, April 2017.
[46] Andrey V. Pisarev, Christopher U.T. Hellen, and Tatyana V. Pestova.
Recycling of eukaryotic posttermination ribosomal complexes. Cell,
131(2):286-299, October 2007.
[47] M. A. Skabkin, O. V. Skabkina, V. Dhote, A. A. Komar, C. U. T. Hellen, and T. V. Pestova. Activities of ligatin and MCT-1/DENR in eukary¬otic translation initiation and ribosomal recycling. Genes & Development, 24(16):1787-1801, August 2010.
[48] David J. Young, Desislava S. Makeeva, Fan Zhang, Aleksandra S. Anisi¬mova, Elena A. Stolboushkina, Fardin Ghobakhlou, Ivan N. Shatsky, Sergey E. Dmitriev, Alan G. Hinnebusch, and Nicholas R. Guydosh. Tma64/eIF2d, tma20/MCT-1, and tma22/DENR recycle post-termination 40s subunits in vivo. Molecular Cell, 71(5):761-774.e5, September 2018.
[49] Guo-Liang Chew, Andrea Pauli, and Alexander F. Schier. Conservation of uORF repressiveness and sequence features in mouse, human and zebrafish. Nature Communications, 7(1), May 2016.
[50] Craig Lawless, Richard D Pearson, Julian N Selley, Julia B Smirnova, Christopher M Grant, Mark P Ashe, Graham D Pavitt, and Simon J Hub¬bard. Upstream sequence elements direct post-transcriptional regulation of gene expression under stress conditions in yeast. BMC Genomics, 10(1):7,
2009.
[51] Jin Chen, Andreas-David Brunner, J. Zachery Cogan, James K. Nunez, Alexander P. Fields, Britt Adamson, Daniel N. Itzhak, Jason Y. Li, Matthias Mann, Manuel D. Leonetti, and Jonathan S. Weissman. Per¬vasive functional translation of noncanonical human open reading frames. Science, 367(6482):1140-1146, March 2020.
[52] A. G. Hinnebusch, I. P. Ivanov, and N. Sonenberg. Translational control by 5’-untranslated regions of eukaryotic mRNAs. Science, 352(6292):1413- 1416, June 2016.
[53] Peggy Janich, Alaaddin Bulak Arpat, Violeta Castelo-Szekely, Maykel Lopes, and David Gatfield. Ribosome profiling reveals the rhythmic liver translatome and circadian clock regulation by upstream open reading frames. Genome Research, 25(12):1848—1859, October 2015.
[54] Stanislava Gunisova, Vladislava Hronova, Mahabub Pasha Mohammad, Alan G Hinnebusch, and Leos Shivaya Valasek. Please do not recycle! translation reinitiation in microbes and higher eukaryotes. FEMS Micro¬biology Reviews, 42(2):165-192, December 2017.
[55] Joanna Somers, Tuija Poyry, and Anne E. Willis. A perspective on mam¬malian upstream open reading frame function. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 45(8):1690-1700, August 2013.
[56] Sarah E. Calvo, David J. Pagliarini, and Vamsi K. Mootha. Upstream open reading frames cause widespread reduction of protein expression and are polymorphic among humans. Proceedings of the National Academy of Sciences, 106(18):7507-7512, 2009.
[57] Zdenka Navratilova et al. Polymorphisms in ccl2&ccl5
chemokines/chemokine receptors genes and their association with diseases. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub, 150(2):191-204, 2006.
[58] Adrian Wiestner, Ronald J Schlemper, Anthonie PC van der Maas, and Radek C Skoda. An activating splice donor mutation in the thrombopoietin gene causes hereditary thrombocythaemia. Nature genetics, 18(1):49-52, 1998.
[59] Ling Liu, David Dilworth, Luzhang Gao, Jose Monzon, Ann Summers, Norman Lassam, and David Hogg. Mutation of the cdkn2a 5’utr creates an aberrant initiation codon and predisposes to melanoma. Nature genetics, 21(1):128-132, 1999.
[60] RA Steinman. mrna stability control: a clandestine force in normal and malignant hematopoiesis. Leukemia, 21(6):1158-1171, 2007.
[61] Eva Matoulkova, Eva Michalova, Borivoj Vojtesek, and Roman Hrstka. The role of the 3' untranslated region in post-transcriptional regulation of protein expression in mammalian cells. RNA Biology, 9(5):563-576, May
2012.
[62] Pea Carninci, T Kasukawa, S Katayama, J Gough, MC Frith, Norihiro Maeda, Rieko Oyama, T Ravasi, B Lenhard, C Wells, et al. The transcrip¬tional landscape of the mammalian genome. science, 309(5740):1559-1563,
2005.
[63] Zhe Ji, Ju Youn Lee, Zhenhua Pan, Bingjun Jiang, and Bin Tian. Pro¬gressive lengthening of 3’ untranslated regions of mrnas by alternative polyadenylation during mouse embryonic development. Proceedings of the National Academy of Sciences, 106(17):7028-7033, 2009.
[64] Audrey M. Michel and Pavel V. Baranov. Ribosome profiling: a hi-def monitor for protein synthesis at the genome-wide scale. WIREs RNA, 4(5):473-490, May 2013.
[65] Hsin-Jung Chou, Elisa Donnard, H. Tobias Gustafsson, Manuel Garber, and Oliver J. Rando. Transcriptome-wide analysis of roles for tRNA modi¬fications in translational regulation. Molecular Cell, 68(5):978-992.e4, De¬cember 2017.
[66] Desislava S. Makeeva, Andrey S. Lando, Aleksandra Anisimova, Artyom A. Egorov, Maria D. Logacheva, Alexey A. Penin, Dmitry E. Andreev, Pavel G. Sinitcyn, Ilya M. Terenin, Ivan N. Shatsky, Ivan V. Kulakovskiy, and Sergey E. Dmitriev. Translatome and transcriptome analysis of TMA20 (MCT-1) and TMA64 (eIF2d) knockout yeast strains. Data in Brief, 23:103701, April 2019.
[67] Daniel R Zerbino, Premanand Achuthan, Wasiu Akanni, M Ridwan Amode, Daniel Barrell, Jyothish Bhai, Konstantinos Billis, Carla Cum¬mins, Astrid Gall, Carlos Garcia Giron, Laurent Gil, Leo Gordon, Leanne Haggerty, Erin Haskell, Thibaut Hourlier, Osagie G Izuogu, Sophie H Janacek, Thomas Juettemann, Jimmy Kiang To, Matthew R Laird, Il- ias Lavidas, Zhicheng Liu, Jane E Loveland, Thomas Maurel, William McLaren, Benjamin Moore, Jonathan Mudge, Daniel N Murphy, Victoria Newman, Michael Nuhn, Denye Ogeh, Chuang Kee Ong, Anne Parker, Mateus Patricio, Harpreet Singh Riat, Helen Schuilenburg, Dan Shep¬pard, Helen Sparrow, Kieron Taylor, Anja Thormann, Alessandro Vullo, Brandon Walts, Amonida Zadissa, Adam Frankish, Sarah E Hunt, Myrto Kostadima, Nicholas Langridge, Fergal J Martin, Matthieu Muffato, Emily Perry, Magali Ruffier, Dan M Staines, Stephen J Trevanion, Bronwen L Aken, Fiona Cunningham, Andrew Yates, and Paul Flicek. Ensembl 2018. Nucleic Acids Research, 46(D1):D754-D761, November 2017.
[68] Xiaochuan Liu, Mainul Hoque, Marc Larochelle, Jean-Franqois Lemay, Nathan Yurko, James L. Manley, Franqois Bachand, and Bin Tian. Com¬parative analysis of alternative polyadenylation in s. cerevisiae and s. pombe. Genome Research, 27(10):1685-1695, September 2017.
[69] Reform.https://github.com/gencorefacility/reform.
[70] R. Leinonen, H. Sugawara, and M. Shumway and. The sequence read archive. Nucleic Acids Research, 39(Database):D19-D21, November 2010.
[71] Marcel Martin. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet.journal, 17(1):10, May 2011.
[72] Alexander Dobin, Carrie A. Davis, Felix Schlesinger, Jorg Drenkow, Chris Zaleski, Sonali Jha, Philippe Batut, Mark Chaisson, and Thomas R. Gingeras. STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner. Bioinformatics, 29(1):15-21, October 2012.
[73] H. Li, B. Handsaker, A. Wysoker, T. Fennell, J. Ruan, N. Homer, G. Marth,
G. Abecasis, and R. Durbin and. The sequence alignment/map format and SAMtools. Bioinformatics, 25(16):2078-2079, June 2009.
[74] Aaron R. Quinlan and Ira M. Hall. BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 26(6):841-842, January
2010.
[75] Artyom A. Egorov, Ekaterina A. Sakharova, Aleksandra S. Anisimova, Sergey E. Dmitriev, Vadim N. Gladyshev, and Ivan V. Kulakovskiy. svist4get: a simple visualization tool for genomic tracks from sequencing experiments. BMC Bioinformatics, 20(1), March 2019.
[76] M. D. Robinson, D. J. McCarthy, and G. K. Smyth. edgeR: a bioconductor package for differential expression analysis of digital gene expression data. Bioinformatics, 26(1):139-140, November 2009.
[77] Aaron T. L. Lun, Yunshun Chen, and Gordon K. Smyth. It’s DE-licious: A recipe for differential expression analyses of RNA-seq experiments using quasi-likelihood methods in edgeR. In Methods in Molecular Biology, pages 391-416. Springer New York, 2016.
[78] Mark D. Robinson and Gordon K. Smyth. Small-sample estimation of neg¬ative binomial dispersion, with applications to SAGE data. Biostatistics, 9(2):321-332, 08 2007.
[79] Davis J. McCarthy, Yunshun Chen, and Gordon K. Smyth. Differential expression analysis of multifactor RNA-Seq experiments with respect to biological variation. Nucleic Acids Research, 40(10):4288-4297, 01 2012.
[80] Steven P. Lund, Dan Nettleton, Davis J. McCarthy, and Gordon K. Smyth. Detecting differential expression in RNA-sequence data using quasi¬likelihood with shrunken dispersion estimates. Statistical Applications in Genetics and Molecular Biology, 11(5), January 2012.
[81] Mark D Robinson and Alicia Oshlack. A scaling normalization method for differential expression analysis of RNA-seq data. Genome Biology, 11(3):R25, 2010.
[82] A. G. Hinnebusch. Molecular mechanism of scanning and start codon selec¬tion in eukaryotes. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 75(3):434- 467, September 2011.
[83] Christophe Malabat, Frank Feuerbach, Laurence Ma, Cosmin Saveanu, and Alain Jacquier. Quality control of transcription start site selection by nonsense-mediated-mRNA decay. eLife, 4, April 2015.
[84] Machika Watanabe, Daisuke Watanabe, Satoru Nogami, Shinichi Mor- ishita, and Yoshikazu Ohya. Comprehensive and quantitative analysis of yeast deletion mutants defective in apical and isotropic bud growth. Cur¬rent Genetics, 55(4):365—380, May 2009.
[85] SGD.https://www.yeastgenome.org.
[86] G. A. Brar, M. Yassour, N. Friedman, A. Regev, N. T. Ingolia, and J. S. Weissman. High-resolution view of the yeast meiotic program revealed by ribosome prohling. Science, 335(6068):552-557, December 2011.
[87] Karl Waern and Michael Snyder. Extensive transcript diversity and novel upstream open reading frame regulation in yeast. G3: Genes, Genomes, Genetics, 3(2):343-352, February 2013.
[88] Ze Cheng, George Maxwell Otto, Emily Nicole Powers, Abdurrahman Ke- skin, Philipp Mertins, Steven Alfred Carr, Marko Jovanovic, and Glo¬ria Ann Brar. Pervasive, coordinated protein-level changes driven by tran¬script isoform switching during meiosis. Cell, 172(5):910-923.e16, February 2018.
[89] Rickard Sandberg, Joel R Neilson, Arup Sarma, Phillip A Sharp, and Christopher B Burge. Proliferating cells express mrnas with short¬ened 3’untranslated regions and fewer microrna target sites. Science, 320(5883):1643-1647, 2008.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.




©2025 Cервис помощи студентам в выполнении работ
.