Заказать работу


Тип работы:
Предмет:
Язык работы:


ВЛИЯНИЕ ПОДСТИЛАЮЩЕЙ ПОВЕРХНОСТИ НА ПРОЛИФЕРАЦИЮ И ДИФФЕРЕНЦИРОВКУ СТРОМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК

Работа №71584
Тип работыДипломные работы, ВКР
Предметбиология
Объем работы59
Год сдачи2018
Стоимость4340 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено 9
Не подходит работа?

Узнай цену на написание

Введение 3
Глава 1. Обзор литературы по теме исследования 5
1.1. Пролиферация и дифференцировка стромальных стволовых клеток 5
1.2. Влияние подстилающей поверхности на стволовые клетки 11
1.3. Роль химического состава подстилающей поверхности 28
Глава 2. Материалы и методы исследования 39
Глава 3. Полученные результаты и их обсуждение 46
Выводы 50
Список использованных источников 51

Согласно рекомендациям Международного общества клеточной терапии (ISCT) мультипотентные мезенхимальные стромальные стволовые клетки (ССК) должны обладать следующими признаками: иметь адгезию к пластику в стандартных условиях культивирования и обладать способностью к дифференцировке в остеобласты, адипоциты и хондробласты в стандартных условиях культивирования in vitro. Именно эти критерии были взяты в качестве основных, в данном исследовании, которые косвенно свидетельствуют о роли подстилающей поверхности в жизнедеятельности ССК.
Понимание того, как клетки взаимодействуют с материалами, является важной темой тканевой инженерии. Клетки реагируют на наноструктуры и микроструктуры, например, с помощью внеклеточного матрикса (ВКМ). Поскольку ВКМ состоит из множества специфических белков, а в случае кости из минеральных компонентов, клеточная среда обладает определенными химическими и механическими свойствами с которой костные клетки взаимодействуют и используют в своей жизнедеятельности. Таким образом ключевой проблемой инженерии костной ткани является эффективное взаимодействие и интеграция костных стволовых клеток со структурами матрицы или каркасами, которые могут быть имплантированы пациенту. Имплантация клеток, содержащихся в каркасе, может произойти сразу же после их заселения или может быть отложена до тех пор, пока не будет получена полноценная культура in vitro.Сократить временной период адаптации и ускорить заселение клетками каркаса имплантата можно при условии наличия оптимальных физико-химических свойств поверхности материала матрицы. При этом выявление и оптимизация этих свойств и условий может дать возможность для непосредственной дифференцировки ССК без регулировки культурной среды с помощью дорогостоящих факторов роста или факторов дифференцировки.
Цель работы - установить влияние подстилающей поверхности, имеющей различный нанорельеф на процесс деления и дифференцировки стромальных стволовых клеток.
Для достижения поставленной цели были определены задачи:
- определить нанорельеф пластиковой и стеклянной поверхностей с использованием атомно-силовой микроскопии;
- провести оценку пролиферации стромальных стволовых клеток на поверхности имеющей различный нанорельеф;
- осуществить оценку дифференцировки стромальных стволовых клеток на поверхности имеющей различный нанорельеф.
Выпускная квалификационная работа изложена на 60 страницах. Она состоит из содержания, введения, трех основных глав, заключения. Список использованных источников насчитывает 88 наименований. В работе используются 16 рисунков.


Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании студенческих
и аспирантских работ!


1. Нанорельеф стеклянной поверхности имеет большую шероховатость по сравнению с пластиковой поверхностью.
2. Пролиферация ССК на пластиковой поверхности идет более интенсивно по сравнению со стеклянной поверхностью.
3. Более шероховатая поверхность способствует дифференцировки ССК в остеогенном направлении, тогда как менее шероховатая способствует сохранности мультипотентности ССК.



1. Атомно-силовой микроскоп (Сканирующий зондовый микроскоп) INTEGRA-AURA NT-MDT. URL:
https://www.ntmdtsi.ru/products/modular-afm/ntegra-ii (дата обращения 25.05.2018).
2. Инвертированный флуоресцентный микроскоп Nicon Eclipse Ti- U. URL: https: //www. nikoninstruments. com/ru_RU/Products/InvertedMicroscopes /Eclipse-Ti-U (дата обращения 25.05.2018).
3. Мезен Н. И., Квачева З. Б., Сычик Л. М. Стволовые клетки: учебно-методическое пособие. Минск: БГМУ, 2014. С. 4-35.
4. An unscaled parameter to measure the order of surfaces. A new surface elaboration to increase cells adhesion / M. Bigerelle, K. Anselme, E. Dufresne, et al. // Biomol. Engng. 2002. Vol. 19. Pp. 79-83.
5. Anselme K., Bigerelle M. Qualitative and quantitative study of human osteoblast adhesion on materials with various surface roughness // J. Biomed. Mater. Res. 2000. Vol. 49. Pp. 155-166.
6. Anselme K., Bigerelle M. Effect of grooved titanium substratum on human osteoblastic cell growth // J. Biomed. Mater. Res. 2002. Vol. 60. Pp. 529- 540.
7. Anselme K. Bigerelle M. Effect of a gold-palladium coating on the long-term adhesion of human osteoblasts on biocompatible metallic materials // Surf. Coat. Technol. 2006.Vol. 200. Pp. 6325-6330.
8. Anselme K., Bigerelle M. Modelling approach in cell/material interac-tions studies // Biomaterials. 2006. Vol. 27. Pp. 1187-1199.
9. Anselme K., Bigerelle M. Topography effects of pure titanium substrates on human osteoblast long-term adhesion //Acta. Biomater. 2005. №1 Pp. 211-222.
10. Anselme K., Bigerelle M. Role of materials surface topography on mammalian cell response // Int. Mater. Rev. 2011. Vol. 56. Pp. 243-266.
11. Baglio S. R., Pegtel D. M. Mesenchymal stem cell secreted vesicles provide novel opportunities in (stem) cell-free therapy // Frontiers in Physiology.
2012. Vol. 3. P. 359.
12. Baker J. P., Titus M. A. Myosins matching functions with motors // Curr. Opin. Cell. Biol. 1998. Vol. 10. Pp. 80-86.
13. Barbosa J.N., Madureira P. The influence of functional groups of self-assembled monolayers on fibrous capsule formation and cell recruitment // J. Bio-med. Mater. Res. 2006. Vol. 76. Pp. 737-743.
14. Baujard-Lamotte L., Noinville S. Kinetics of conformational changes of fibronectin adsorbed onto model surfaces // Colloid. Surf. Biointerfaces. 2008. Vol. 63. Pp. 129-137.
15. Ben-Ze’ev A. The cytoskeleton in cancer cells // Biochimica et Bio- physica Acta.1985. Vol. 780. Pp. 197-212.
16. Bigerelle M., Anselme K. Improvement in the morphology of surfaces for cell adhesion a new process to double human osteoblast adhesion on Ti-based substrates // Biomaterials. 2002. Vol. 23. Pp. 1563-1577.
17. Bigerelle M. Anselme K. Statistical correlation between cell adhesion and proliferation on biocompatible materials // J. Biomed. Mater. Res. 2005. Vol. 72. Pp. 36-46.
18. Biggis M. J., Richards R.G., McFarlane S. K. Adhesion formation of primary human osteoblasts and the functional response of mesenchymal stem cells to 330 nm deep microgrooves // J. R. Soc. Interface. 2008. Vol.5. Pp. 1231-1242.
19. Biomolecular surface coating to enhance orthopaedic tissue healing and integration / C. Reyes, T. Petrie, K. Burns, et al. // Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 3228-3235.
20. Britland S., Morgan H., WojiakStodart B. Synergistic and hierarchical adhesive and topographic guidance of BHK cells // Exp. Cell Res. 1996. Vol. 228. Pp. 313-325.
21. Broadus J., Doe Q. Extrinsic cues, intrinsic cues and microflaments regulate asymmetric protein localization in Drosophila neuroblasts // Current Biol-ogy. 1997. Vol. 7. Pp. 827-835.
22. Chomarat P., Pantin C., Bennet L. TNF skews monocyte differentia¬tion from macrophages to dendritic cells // J. Immund. 2003. Vol. 171. Pp. 2262¬2269.
23. Cooper L. F. A role for surface topography in creating and maintain¬ing bone at titanium endosseous implants // J. Prosthet. Dent. 2000. Vol. 84. Pp. 522-534.
24. Cukierman E., Pankov R., Yamada K. Cell interactions with three-dimensional matrices // Curr. Opin. Biotech. 2002. № 14. Pp. 633-639.
25. Curtis A. S., Wilkinson C. Topographical control of cells // Bio- materials.1997. Vol. 18. Pp. 1573-1583.
26. Curtis A. S., Dalby M. J., Gadegaar N. Nanoprinting onto cells // J. Res. Soc. Interfase. 2006. Vol. 3. Pp. 383-398.
27. Dalby M. J., Pasqui D. Cell response to nano-islands produced by polymer demixing a brief review// IEE Proc. Nanobiotechnol. 2004. Vol. 151. Pp. 53-61.
28. Dalby M. J., Riehle M. O., Johnstone H. Investigating the limits of fi- lopodial sensing a brief report using SEM to image the interaction between 10 nm high nano-topography and fibroblast filopodia // Cell Biol. Int. 2004. Vol. 28. Pp. 229-236.
29. Dalby M. J., Gadegaard N., Riehle M.O. Investigating filopodia sens-ing using arrays of defined nano-pits down to 35 nm diameter in size // Int. J. Bio- chem. CellBiol. 2004. Vol. 36. Pp. 2005-2015.
30. Dalby M. J., Gadegaard N., Curtis S. G. Nanotopographical control of human osteoprogenitor differentiation // Curr. StemCell. Res. Ther. 2007. Vol. 2. Pp. 129-138.
31. Davidson P., Ozcelik H., Hasirci V. Micro-structured surfaces cause severe but non-detrimental deformation of the cell nucleus // Adv. Mater. 2009. Vol. 21. Pp. 3586-3590.
32. Davidson P., Fromigue O., Anselme K. Topographically induced self-deformation of the nuclei of cells dependence on cell type and proposed mecha-nisms // J. Mater. Sci. Med. 2010.Vol. 31. Pp. 939-946.
33. Davies J. E. Bone bonding at natural and biomaterial surfaces // Bio-materials. 2007. Vol. 28. Pp. 5058-5067.
34. Ducheyne P., Qiu Q. Bioactive ceramics the effect of surface reactivi¬ty on bone formation and bone cell function // Biomaterials. 1999. Vol. 20. Pp. 2287-2303.
35. Effect of titanium surface roughness on proliferation, differentiation, and protein synthesis, of human osteoblasts like cells (MG-63) / J. Martin, Z. Schwartz, T. Hummert, et al. // J. Biomed. Mater. Res. 1995. Vol. 29. Pp. 389¬401.
36. Enhancing surface free energy and hydrophilicity through chemical modification of microstructured titanium implant surfaces / F. Rupp, L. Scheideler,
N. Olshanska, et al. // J. Biomed. Mater. Res. 2006. Vol. 76. Pp. 323-334.
37. Fibroblast response to a controlled nanoenvironment produced by co- loidal lithography / J. Dalby, M. Riehle, S. Sutherland, et al. // J. Biomed. Mater. Res. 2004. Vol. 69. Pp. 314-322.
38. Fujita S., Ohshima M., Iwata H. Time-lapse observation of cell align-ment on nanogrooved patterns // J. R. Soc. Interface. 2009. Vol. 6. Pp. 269-277.
39. Gieni R. S., Hendzel M. J. Mechanotransduction from the ECM to the genome: are the pieces now in place // Cell Biochem. 2008. Vol.104. Pp. 1964- 987.
40. Guck J., Schinkinger S., Lincoln B. Optical deformability as an inher-ent cell marker for testing malignant transformation and metastatic competence // Biophys. J. 2005. Vol. 88. Pp. 3689-3698.
41. Hamilton D. W., Chehroudi B., Brunette D. M. Comparative response of epithelial cells and osteoblasts to microfabricated tapered pit topographies in vitro and in vivo// Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 2281-2293.
42. Implant surface roughness and bone healing:a systematic review / Shalabi M. M., Gortemaker A., Van’t Hof M. A., et al. // J. Dent. Res. 2006. Vol. 85. Pp. 496-500.
43. Influence of systematically varied nanoscale topography on the mor-phology of epithelial cells / A. Andersson, J. Brink, U. Lidberg, et al. // IEEE Trans. Nanobiosci. 2003. Vol. 2. Pp. 49-57.
44. Ingber D. E. Tensegrity the architectural basis of cellular mecha-notransduction // Annu. Rev. Physiol. 1997. Vol. 59. Pp. 575-599.
45. Ingber D. E. Cellular mechanotransduction putting all the pieces to-gether again // FASEBJ. 2006. Vol. 20. Pp. 811-827.
46. Integrin alpha2beta1 plays a critical role in osteoblast response to mi-cron-scale surface structure and surface energy of titanium substrates / Olivares- Navarrete R., Raz P., Zhao G., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. Vol. 105. Pp. 767-772.
47. Integrin a5 controls osteoblastic proliferation and differentiation re-sponses to titanium substrates presenting different roughness characteristics in a roughness independent manner / B. Keselowsky, L. Wang, Z. Schwartz, et al. // J. Biomed. Mater. Res. 2007. Vol. 80. Pp. 700-710.
48. Integrin 01 silencing in osteoblasts alters substrate-dependent re¬sponses to 1,25-dihydroxyvitamin D3 / L. Wang, G. Zhao, R. Olivares-Navarrete, et al. // Biomaterials. 2006. Vol. 27. Pp. 3716-3725.
49. Keselowsky B. G., Collard D. M., Garcia A. J. Integrin binding speci-ficity regulates biomaterial surface chemistry effects on cell differentiation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. Pp. 5953-5957.
50. Khobilich J. A. Mechanisms of asymmetric stem cell division // J. of Stem Cell Research and Therapeutics. 2008. Vol. 132. Pp. 583-597.
51. Koeffler H. P., Bar-Eli M., Territo M. C. Phorbol ester effect on dif-ferentiation of human leukemia cell lines blocked at different stages of maturation // J. Cancer Res. 1981. Vol.41. P. 919.
52. Lee M. H., Ducheyne P. Effect of biomaterial surface properties on- fibronectin-a5b1 integrin interaction and cellular attachment // Biomaterials. 2006. Vol. 27. Pp. 1907-1916.
53. Lim J. Y., Liu X., Vogler E. A. Systematic variation in osteoblast ad-hesion and phenotype with substratum surface character-istics // J. Biomed. Mater. Res. 2004. Vol. 68. Pp. 504-512.
54. Liu H., Webster T. J. Nanomedicine for implants a review of studies and necessary experimental tools // Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 354-369.
55. Liu X., Lim J. Y., Donahue H. J. Influence of substratum surface chemistry/energy and topography on the human fetal osteoblastic cell line hFOB1.19 phenotypic and genotypic responses observed in vitro// Biomaterials.
2007. Vol. 28. Pp. 4535-4550.
56. MacDonald W., Campbell P., Fisher J. Variation in surface texture measurements // J. Biomed. Master. Res. B. Appl. Biomater. 2004. Vol. 70. Pp. 262-269.
57. Maturation state determines the response of osteogenic cells to surface roughness and 1,25-dihydroxyvitamin D3 / C. Lohmann, L. Bonewald, A. Sisk, et al. // J. Bone Miner. Res. 2000. Vol. 15. Pp. 1169-1180.
58. Meyer U., Buchter A., Joss U. Basic reactions of osteoblasts on struc-tured material surfaces // Eur. Cells Mater. 2005. № 9. Pp. 39-49.
59. Morra M., Cassinelli C., Cascardo G. Surface engineering of titanium by collagen immobilization. Surface characterization and in vitro and in vivo stud¬ies // Biomaterials. 2003. Vol. 24. Pp. 4639-4654.
60. Naji A., Harmand M. F. Study of the effect of the surface state on the cytocompatibility of a Co-Cr alloy using human osteoblasts and fibroblasts // J. Biomed. Mater. Res. 1990. Vol. 24. Pp. 864-871.
61. Nanostructured alumina-coated implant surface effect on osteoblast- related gene expression and bone-to-implant contact in vivo/ G. Mendonca, D. Mendonca, L. Simoes, et al. // Int. J. OralMaxillofac. Impl. 2009. Vol. 24. Pp. 205-215.
62. Nebe J. G., Luethen F., Lange R. Interface interactions of osteoblasts with structured titanium and the correlation between physicochemical characteris¬tics and cell biological parameters // Macromol. Biosci. 2007. Vol. 7.Pp. 567-578.
63. Nishimura N., Kawai T. Effect of microstructure of titanium surface on the behavior of osteogenic cell line MC3T3-E1 // J. Mater. Sci. Med. 1998. Vol.
9. Pp. 99-109.
64. Pegueroles M., Aparicio C., Bosio M. Spatial organization of osteo¬blast fibronectin matrix on titanium surfaces effects of roughness, chemical hetero¬geneity and surface energy // ActaBiomater. 2010. Vol. 6. Pp. 291-301.
65. Rammelt S., Illert T., Bierbaum, S. Coating of titanium implants with collagen, RGD peptide and chondroitin sulfate // Biomaterials. 2006. Vol. 27. Pp. 5561-5571.
66. Reddy K. L., Zullo J. M., Bertolino E. Transcriptional repression me-diated by repositioning of genes to the nuclear lamina // Nature. 2008. Vol. 452. № 7184. Pp. 243-247.
67. Roughness parameters / E. Gadelmawia, M. Koura, I. Elewa, et al. // J. Mater. Process. Technol. 2002. Vol. 123. Pp. 133-145.
68. Sato M., Webster T. J. Nanobiotechnology implications for the future of nanotechnology in orthopedic applications // Expert Rev. Med. Dev. 2004. Vol. 1. Pp. 105-114.
69. Schakenraad J. M., Busscher H. J. The influence of substratum surface free energy on growth and spreading of human fibroblasts in the presence and ab-sence of serum proteins // J. Biomed. Mater. Res. 1986. Vol. 20. Pp. 773-784.
70. Sexton T., Schober H., Fraser P. Gene regulation through nuclear or-ganization // Nat. Struct. Mol. Biol. 2007. Vol. 14. Pp. 1049-1055.
71. Siebers M. C., ter Brugge P. J. Integrins as linker proteins Be-tween osteoblasts and bone replacing materials. A critical review // Biomaterials. 2005. Vol. 26. Pp. 137-146.
72. Sinha R. K., Tuan R. S. Regulation of human osteoblast integrin ex-pression by orthopedic implant materials // Bone. 1996. Vol. 18. Pp. 451-457.
73. Swan E. E. L., Popat K. C., Grimes C. A. Fabrication and evaluation of nanoporous a lumina membranes for osteoblast culture // J. Biomed. Engng. 2005. Vol. 72. Pp. 288-295.
74. Systematic study of osteoblast and fibroblast response to roughness by means of surface-morphology gradients / T. Kunzler, T. Drobek, M. Schuler, et al. // Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 2175-2182.
75. The control of human mesenchymal cell differentiation using na¬noscale symmetry and disorder / J. Dalby, N. Gadegaard, S. Tare, et al. // Nat. Ma¬ter. 2007. Vol. 6. Pp. 997-1003.
76. The regulation of integrin-mediated osteoblast focal adhesion and fo¬cal adhesion kinase expression by nanos-cale topography / J. Lim, D. Dreiss, Z. Zhou, et al. // Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 1787-1797.
77. The roles of surface chemistry and topography in the strength and rate of osseointegration of titanium implants in bone / Y. Sul, B. Kang, C. Johansson, et al. // Biomed. Mater. Res. 2009. Vol. 89. Pp. 942-950.
78. Time-dependent morphology and adhesion of osteoblastic cells on ti-tanium model surfaces featuring scale dependant morphology / O. Zinger, K. An- selme, A. Denzer, et al. // Biomaterials. 2004. Vol. 25. Pp. 2695-2711.
79. Titanium surface roughness alters responsiveness of MG-63 osteo¬blast-like cells to 1 a, 25-(OH)2D3 / B. Boyan, R. Batzer, K. Kieswetter, et al. // J. Biomed. Mater. Res. 1998. Vol. 39. Pp. 77-85
80. Trepat X., Lenormand G., Fredberg J. J. Universality in cell mechan¬ics // Soft. Matter. 2008. Vol. 4. Pp. 1750-1759.
81. Ultraviolet light-mediated photofunctionalization of titanium to pro-mote human mesenchymal stem cell migration, attachment, proliferation and dif-ferentiation / H. Aita, W. Att, T. Ueno, et al. // Acta. Biomater. 2009. Vol. 5. Pp. 3247-3257.
82. Wang N., Tytell J. D., Ingber D. E. Mechanotransduction at a dis¬tance: mechanically couling the extracellular matrix with nucleus // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2009. Vol. 10. Pp. 75-82.
83. Wilson C. J., Clegg R. E., Leavesley D. I. Mediation of biomaterial¬cell interactions by adsorbed proteins a review // Tis. Engng. 2005. Vol. 11. Pp. 1 - 18.
84. Wozniak M. Modzelewska K., et al. Focal adhesion regulation of cell behavior // Biochimica et Biophysica Acta. 2004. Vol. 1692. P. 103-119.
85. Yuan H., Zou P., Yang Z. Bone morphogenetic protein and ceramic- induced osteogenesis // J. Mater. Sci. Med. 1998. Vol. 9. Pp. 717-721.
86. Zelzer M., Majani R., Bradley J. W. Investigation of cell-surface in-teractions using chemical gradients formed from plasma polymers // Biomaterials.
2008. Vol. 29. Pp. 172-184.
87. Zhao G., Raines A. Requirement for both micron-and submicron scale structure for synergistic responses of osteoblasts to substrate surface energy and topography // Biomaterials. 2007. Vol. 28. Pp. 2821-2829.
88. Zreiqat H., Valenzuela S. M., Nissan B. B. The effect of surface chemistry modification of titanium alloy on signaling pathways in human osteo-blasts // Biomaterials. 2005. Vol. 26. Pp. 7579-7586.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.

Пожалуйста, укажите откуда вы узнали о сайте!



© 2008-2021 Cервис помощи студентам в выполнении работ
.