ВВЕДЕНИЕ 4
Основная часть 7
1. Обзор литературы 7
1.1 Происхождение и эволюция грибов 7
1.2 Виды грибов рода Armillaria 10
1.3 Патогенность видов Armillaria 13
1.3.1 Разложение полисахаридов: целлюлоза 16
1.3.2 Разложение полисахаридов: гемицеллюлоза 18
1.3.3 Разложение лигнина 18
1.4 Геномы грибов 20
1.5 Синтения 21
1.6 Филогенетический анализ 21
2. Материалы и методы 24
2.2 Геномные входные данные 24
2.3 Транскриптомные входные данные 24
2.1 Проверка качества секвенирования 26
2.2 Удаление адаптеров 26
2.3 Сборка транскриптома 27
2.4 Филогенетический анализ 29
3. Результаты и обсуждение 30
3.1 Анализ последовательностей 30
ЗАКЛЮЧЕНИЕ 47
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ 48
Разрушение лесных массивов происходит повсеместно в результате антропогенных и климатических условий, а также влияния фитопатогенов — главным образом насекомых - ксилофагов, и патогенных грибов. Изменение климата повышает среднюю годовую температуру и увеличивает частоту экстремальных климатических явлений (продолжительных засух, наводнений, ураганов, штормов и т.д.). В свою очередь это может привести к тому, что последствия заболеваний, вызываемых грибами, могут стать куда более разрушительными и повсеместными [1]. В результате комбинированного воздействия экстремальных факторов среды и фитопатогенов происходит усыхание древостоев, в том числе в умеренных и бореальных лесах. Усыхание также провоцирует возгорание лесов и обширные, продолжительные лесные пожары.
Проблема сохранения лесных массивов актуальна на данный момент, так как масштабы гибели древесных растений в результате патогенного действия грибов огромны: например, в 2001 году для сосны 16,3 млн. га в Западной Канаде (патоген - Grossmania clavigera),77 млн. деревьев вяза в США (патоген - Ophiostoma ulmi),а также многие другие [2-5].
Патогены растений отличаются от эндофитов тем, что они вызывают заболевания с выраженными симптомами. Также некоторые зооспорические и зигоспорические грибы являются патогенами растений, но большинство фитопатогенов относятся к аскомицетам и базидиомицетам. Большое количество аскомицетов и около 8000 видов базидиомицетов являются патогенами растений. Помимо патогенной роли грибов, важно помнить, что многие из них важны в естественных экосистемах и части естественного кругооборота веществ, способствуя разложению древесины [6-7].
при разных климатических условиях, а также являются одними из самых серьёзных патогенов бореальных и умеренных лесов [8].
Важность изучения грибов рода Armillariaзаключается как в возможности использования полученных знаний в лесоохраной сфере (идентификация видов, изучение уровня патогенности), так и в промышленной биотехнологии для переработки отходов лесной и бумажно- целлюлозной промышленности (виды этого рода способны разрушать лигнин и целлюлозы). A. borealisобитает в Сибири, что делает его изучение особенно важным для региона и страны в целом. Кроме того грибы этого рода недостаточно изучены, что делает представленную работу важной также в плане фундаментальных исследований.
Цель настоящей работы — сравнительный анализ геномов и транскриптомов грибов рода Armillaria.
Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:
- Освоить пайплайн по обработке данных РНК-секвенирования;
- Оценить качество данных РНК-секвенирования;
- Идентифицировать образцы с помощью филогенетического анализа;
- Собрать транскриптом A. borealis;
- Оценить качество сборки генома A. borealis.;
- Провести анализ синтении видов рода Armillaria.
Объектом данного исследования являются нуклеотидные последовательности ядерных геномов грибов комплекса Armillaria mellea sensu lato.
сборку генома, Ю. А. Путинцевой, М. Г. Садовскому, И. Н. Павлову и К. В. Крутовскому за идею исследования и общее руководство на всех этапах работы. Также автор выражает благодарность всем членам лаборатории лесной геномики за участие в обсуждении работы, помощь и ценные советы, а также членам лаборатории лесных культур, микологии и фитопатологии института леса СО РАН за постановку эксперимента.
Магистерская диссертация выполнена в лаборатории лесной геномики СФУ и базовой кафедры защиты и современных технологий мониторинга лесов (зав. каф. д.б.н. И. Е. Ямских) в рамках проекта «Геномные исследования основных бореальных лесообразующих хвойных видов и их наиболее опасных патогенов в Российской Федерации», руководимого проф. К. В. Крутовским и финансируемого Правительством РФ (договор №14.Y26.31.0004).
В результате работы были выполнены следующие задачи:
1. Проверка данных РНК-секвенирования выявила избыточное содержание рибосомальных РНК последовательностей.
2. Филогенетический анализ позволил с высокой вероятностью определить образцы, относящиеся к виду Armillaria borealis.
3. Была получена сборка транскриптома A. borealis,где общая длина сборки и уровень представленности достаточны для того, чтобы использовать данный транскриптом в дальнейшей работе. Ранее не осуществлялось сборок транскриптомов сибирского вида опёнка.
4. Оценка качества сборки генома A. borealisпоказала высокое содержание ортологичных генов, что говорит о высоком качестве сборки.
5. Сравнительный анализ групп сцепления генов выявил макросинтению геномов между видами грибов рода Armillaria,что говорит о таксономической и эволюционной близости этих видов.
1. La Porta N. et al. Forest pathogens with higher damage potential due to climate change in Europe/ N. La Porta, P. Capretti , I. M. Thomsen , R. Kasanen , A. M. Hietala, K. Von Weissenberg // Canadian Journal of Plant Pathology. - 2008. - Т. 30. - №. 2. - С. 177-195.
2. Fisher M. C. et al. Emerging fungal threats to animal, plant and ecosystem health / Matthew C. Fisher, Daniel. A. Henk, Cheryl J. Briggs, John S. Brownstein, Lawrence C. Madoff, Sarah L. McCra, Sarah J. Gurr // Nature. -
2012. - Т. 484. - №. 7393. - С. 186.
3. Магдеев Н. Г. и др. Вредители и болезни основных лесообразующих пород в Республике Татарстан / Магдеев Н.Г., Селиховкин
А.В., Мусин Х.Г., Ахматович Н.А. //Лесной вестник/Forestry bulletin. - 2013. - №. 6 (98).
4. Василяускас А., Юодвалькис А., Трейгене А. Причины массового
усыхания ясеня обыкновенного в лесах Литвы // Проблемы лесной фитопатологии и микологии: материалы V международной
конференции/Институт лесоведения РАН, М. - 2002. - С. 35-37.
5. Раздорожная Т. Ю., Шилкина Е. А. Изучение комплекса грибов Armillaria mellea sensu lato в центральных районах Красноярского края //Лесохозяйственная информация. - 2016. - №. 1.
6. Farr D. F. et al. Fungi on plants and plant products in the United States, 2nd ed. - APS press, 1989.
7. Burdon J.J. The structure of pathogen populations in natural plant communities / //Annual Review of Phytopathology. - 1993. - T. 31. - №. 1. - C. 305-323.
8. Baumgartner K. et al. Secrets of the subterranean pathosystem of Armillaria / Baumgartner K., Coetzee M., Hoffmeister D. // Molecular plant pathology. - 2011. - T. 12. - №. 6. - C. 515-534.
9. Lucking R. et al. Fungi evolved right on track // Mycologia. - 2009. - T. 101. - №. 6. - C. 810-822.
10. Hawksworth D. L. The magnitude of fungal diversity: the 1- 5 million species estimate revisited // Mycological research. - 2001. - T. 105. - №. 12. - C. 1422-1432.
11. Blackwell M. The Fungi: 1, 2, 3... 5.1 million species? // American journal of botany. - 2011. - T. 98. - №. 3. - C. 426-438.
12. Webster J., Weber R. Introduction to Fungi // Cambridge University Press, New York, U.S.A. - 2007.
13. Hibbett D.S. et al. A higher-level phylogenetic classification of the Fungi // Mycological research. - 2007. - T. 111. - №. 5. - C. 509-547.
14. James T. Y. et al. Reconstructing the early evolution of Fungi using a six-gene phylogeny // Nature. - 2006. - T. 443. - №. 7113. - C. 818-822.
15. Stajich J. E. et al. Primer--The Fungi //Current biology: CB. - 2009. - T. 19. - №. 18. - C. R840-845.
16. Moore D., Robson G.D., Trinci A.P. J. 21st century guidebook to fungi. // Cambridge University Press, New York. - 2011.
17. Blackwell M. et al. Research coordination networks: a phylogeny for kingdom Fungi (Deep Hypha) // Mycologia. - 2006. - T. 98. - №. 6. - C. 829-837.
18. Prospero, S. Comparison of the virulence of Armillaria cepistipes and Armillaria ostoyae on four Norway spruce provenances / S. Prospero, O. Holdenrieder, D. Rigling // Forest Pathology . - 2004. - T. 34. - №. 1. - C. 1-14.
19. Marcais B., Breda N. Role of an opportunistic pathogen in the decline of stressed oak trees // Journal of Ecology. - 2006. - T. 94. - №. 6. - C. 1214¬1223.
20. Morrison D. J., Pellow K. W. Variation in virulence among isolates of Armillaria ostoyae// Forest pathology. - 2002. - T. 32. - №. 2. - C. 99-107.
21. Ferguson B. A. et al. Coarse-scale population structure of pathogenic Armillaria species in a mixed-conifer forest in the Blue Mountains of northeast Oregon //Canadian Journal of Forest Research. - 2003. - T. 33. - №. 4. - C. 612¬623.
22. Smith M. L., Bruhn J. N., Anderson J. B. The fungus Armillaria bulbosa is among the largest and oldest living organisms // Nature. - 1992. - T. 356. - №. 6368. - C. 428-431.
23. Bendel M., Kienast F., Rigling D. Genetic population structure of three Armillaria species at the landscape scale: a case study from Swiss Pinus mugo forests // Mycological research. - 2006. - T. 110. - №. 6. - C. 705-712.
24. Cairney J. W. G. Basidiomycete mycelia in forest soils: dimensions, dynamics and roles in nutrient distribution // Mycological Research. - 2005. - T. 109. - №. 1. - C. 7-20.
25. Collins C. et al. Genomic and proteomic dissection of the ubiquitous plant pathogen, Armillaria mellea: toward a new infection model system // Journal of proteome research. - 2013. - T. 12. - №. 6. - C. 2552-2570.
26. Ross-Davis A. L. et al. Transcriptome of an Armillaria root disease pathogen reveals candidate genes involved in host substrate utilization at the host-pathogen interface // Forest Pathology. - 2013. - T. 43. - №. 6. - C. 468-477.
27. Sipos G. et al. Genome expansion and lineage-specific genetic innovations in the forest pathogenic fungi Armillaria // Nature ecology & evolution. - 2017. - T. 1. - №. 12. - C. 1931-1941.
28. Meinhardt L.W. et al. Genome and secretome analysis of the hemibiotrophic fungal pathogen, Moniliophthora roreri, which causes frosty pod rot disease of cacao: mechanisms of the biotrophic and necrotrophic phases // BMC Genomics. - 2014. - T. 15. - №. 1. - C. 164.
29. Mondego J. M. C. et al. A genome survey of Moniliophthora perniciosa gives new insights into Witches' Broom Disease of cacao //BMC genomics. - 2008. - T. 9. - №. 1. - C. 548.
30. Olson A. et al. Insight into trade-off between wood decay and parasitism from the genome of a fungal forest pathogen // New Phytologist. - 2012. - T. 194. - №. 4. - C. 1001-1013.
31. Hane J. K. et al. Genome sequencing and comparative genomics of the broad host-range pathogen Rhizoctonia solani AG8 //PLoS genetics. - 2014. - T. 10. - №. 5. - C. e1004281.
32. Raffaele S., Kamoun S. Genome evolution in filamentous plant pathogens: why bigger can be better // Nature Reviews Microbiology. - 2012. - T. 10. - №. 6. - C. 417-430.
33. Anderson J. B., Stasovski E. Molecular phylogeny of northern hemisphere species of Armillaria //Mycologia. - 1992. - C. 505-516.
34. Williams H. L. et al. Gene expression profiling of candidate virulence factors in the laminated root rot pathogen Phellinus sulphurascens // BMC genomics. - 2014. - T. 15. - №. 1. - C. 603.
35. Sillo F. et al. Comparative genomics of sibling fungal pathogenic taxa identifies adaptive evolution without divergence in pathogenicity genes or genomic structure // Genome biology and evolution. - 2015. - T. 7. - №. 12. - C. 3190¬3206.
36. Begum P., Lemaire M. The cellulosome: an exocellular, multiprotein complex specialized in cellulose degradation // Critical reviews in biochemistry and molecular biology. - 1996. - T. 31. - №. 3. - C. 201-236.
37. Shoham Y., Lamed R., Bayer E. A. The cellulosome concept as an efficient microbial strategy for the degradation of insoluble polysaccharides // Trends in microbiology. - 1999. - T. 7. - №. 7. - C. 275-281.
38. Bayer E. A., Lamed R., Himmel M. E. The potential of cellulases and cellulosomes for cellulosic waste management // Current opinion in Biotechnology. - 2007. - T. 18. - №. 3. - C. 237-245.
39. Humphreys J. M., Chapple C. Rewriting the lignin roadmap //Current opinion in plant biology. - 2002. - T. 5. - №. 3. - C. 224-229.
40. Davin L. B., Lewis N. G. Lignin primary structures and dirigent sites // Current opinion in biotechnology. - 2005. - T. 16. - №. 4. - C. 407-415.
41. Mohanta T. K., Bae H. The diversity of fungal genome //Biological Procedures Online. - 2015. - T. 17. - №. 1. - C. 8.
42. Kent W. J. et al. Evolution's cauldron: duplication, deletion, and rearrangement in the mouse and human genomes // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2003. - T. 100. - №. 20. - C. 11484-11489.
43. Baum D. A., Smith S. D. Tree thinking: an introduction to phylogenetic biology. - Greenwood Village, CO : Roberts, 2013.
44. Wiley E. O., Lieberman B. S. Phylogenetics: theory and practice of phylogenetic systematics. Second edition // Hoboken, NJ: Wiley-Blackwell, 2011.
45. Yang Z., Rannala B. Molecular phylogenetics: principles and practice // Nature Reviews Genetics. - 2012. - T. 13. - №. 5. - C. 303-314.
46. Stamatakis A. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies // Bioinformatics. - 2014. - T. 30. - №. 9. - C. 1312-1313.
47. Darriba D. et al. jModelTest 2: more models, new heuristics and parallel computing //Nature methods. - 2012. - T. 9. - №. 8. - C. 772.
48. Nguyen L. T. et al. IQ-TREE: a fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies // Molecular biology and evolution. - 2014. - T. 32. - №. 1. - C. 268-274.
49. Lanfear R. et al. PartitionFinder 2: new methods for selecting partitioned models of evolution for molecular and morphological phylogenetic analyses // Molecular Biology and Evolution. - 2016. - T. 34. - №. 3. - C. 772¬773.
50. Guindon S. et al. New algorithms and methods to estimate maximum-likelihood phylogenies: assessing the performance of PhyML 3.0 // Systematic biology. - 2010. - T. 59. - №. 3. - C. 307-321.
51. Gouy M., Guindon S., Gascuel O. SeaView version 4: a multiplatform graphical user interface for sequence alignment and phylogenetic tree building // Molecular biology and evolution. - 2009. - T. 27. - №. 2. - C. 221-224.
52. Ronquist F. et al. MrBayes 3.2: efficient Bayesian phylogenetic inference and model choice across a large model space // Systematic biology. - 2012. - T. 61. - №. 3. - C. 539-542.
53. Lio P., Goldman N. Models of molecular evolution and phylogeny // Genome research. - 1998. - T. 8. - №. 12. - C. 1233-1244.
54. Bankevich A. et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing // Journal of computational biology. - 2012. - T. 19. - №. 5. - C. 455-477.
55. Robertson G. et al. De novo assembly and analysis of RNA-seq data // Nature Methods. - 2010. T. 7. - № 11. - C. 909-912.
56. Schulz M. H. et al. Oases: robust de novo RNA-seq assembly across the dynamic range of expression levels // Bioinformatics. - 2012. - T. 28. - №. 8.
- C. 1086-1092.
57. Xie Y. et al. SOAPdenovo-Trans: de novo transcriptome assembly with short RNA-Seq reads // Bioinformatics. - 2014. - T. 30. - №. 12. - C. 1660¬1666.
58. Duan J. et al. Optimizing de novo common wheat transcriptome assembly using short-read RNA-Seq data //BMC genomics. - 2012. - T. 13. - №. 1. - C. 392.
59. Zhao Q. Y. et al. Optimizing de novo transcriptome assembly from short-read RNA-Seq data: a comparative study // BMC bioinformatics. - BioMed Central, 2011. - T. 12. - №. 14. - C. S2.
60. Schulz M. H. et al. Oases: robust de novo RNA-seq assembly across the dynamic range of expression levels // Bioinformatics. - 2012. - T. 28. - №. 8. - C. 1086-1092.
61. Haas B. J. et al. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-seq using the Trinity platform for reference generation and analysis // Nature protocols. - 2013. - T. 8. - №. 8. - C. 1494-1512.
62. Rana S. B. et al. Comparison of de novo transcriptome assemblers and k-mer strategies using the killifish, Fundulus heteroclitus // PloS one. - 2016. - T. 11. - №. 4. - C. e0153104.
63. Haas B. J. et al. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-seq using the Trinity platform for reference generation and analysis // Nature protocols. - 2013. - T. 8. - №. 8. - С. 1494.
64. Grabherr M. G. et al. Full-length transcriptome assembly from RNA- Seq data without a reference genome // Nature biotechnology. - 2011. - T. 29. - №. 7. - C. 644-652.
65. Kopylova E., Noe L., Touzet H. SortMeRNA: fast and accurate filtering of ribosomal RNAs in metatranscriptomic data //Bioinformatics. - 2012. - T. 28. - №. 24. - C. 3211-3217.
66. Kim D. et al. TopHat2: accurate alignment of transcriptomes in the presence of insertions, deletions and gene fusions // Genome biology. - 2013. - T. 14. - №. 4. - C. R36.
67. Waterhouse R.M. et al. BUSCO applications from quality assessments to gene prediction and phylogenomics // Molecular biology and evolution. - 2017.
68. Kurtz S. et al. Versatile and open software for comparing large genomes //Genome biology. - 2004. - T. 5. - №. 2. - C. R12.
69. Павлов И. H. и др. Образование и затухание очагов куртинного усыхания сосны обыкновенной в результате воздействия Armillaria borealis Marxm. &Korhonen (Сообщение 1. Эдафические закономерности) // Хвойные бореальной зоны. - 2012. - Т. 29. - №. 3-4.
70. Павлов И. Н., Барабанова О. А., Корхонен К. Патогенные свойства Heterobasidion annosum (fr.) Bref s. str. и Armillaria borealis Marxm. & Korhonen в различных лесорастительных условиях сосняков Минусинской впадины // Иммунопатология, аллергология, инфектология. - 2010. - №. 1. - С. 123-124.
71. Павлов И. Н. Биотические и абиотические факторы усыхания хвойных лесов Сибири и Дальнего Востока // Сибирский экологический журнал. - 2015. - Т. 22. - №. 4. - С. 537-554.