Особенности роста, липидного обмена и аккумуляции резервных биомолекул в культуре штамма Cupriavidus eutrophus B-10646, культивируемого на олеиновой кислоте
РЕФЕРАТ 4
ВВЕДЕНИЕ 5
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 6
1.1 Структура и свойства полигидроксиалканоатов 6
1.2 Сферы использования полигидроксиалканоатов 10
1.3 Синтез поли-3-гидроксибутирата 11
1.4 Внутриклеточная деградация полигидроксиаканоатов 14
1.5 Штаммы - продуценты полигидроксиалканоатов 16
1.6 Липиды бактерий и их локализация в клетке 18
1.7 Жирнокислотный состав липидов бактериальной клетки 20
ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 22
2.1 Объект исследования 22
2.2 Культивирование и условия роста 23
2.3 Мониторинг параметров процесса 23
2.4 Экстракция липополисахаридов из бактериальной культуры 24
2.5 Экстракция липидов цитоплазматической мембраны 25
2.6 Приготовление метиловых эфиров жирных кислот для анализа
на хромато-масс-спектрометре 25
2.7 Анализ метиловых эфиров жирных кислот липидов 26
2.8 Микроскопическое исследование клеток 27
ЗАКЛЮЧЕНИЕ 28
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ
В настоящее время глобальной экологической проблемой стало возрастающее использование человеком синтетических пластмасс главным образом полиолефинов (полиэтиленов и полипропиленов). Её решением могло бы стать создание экологически чистых материалов, служащих аналогом полиолефинов и вписывающихся в биосферные круговоротные циклы [3] .
В последние десятилетия непрерывно растет интерес к биодеградируемым природным полимерам (альгинатам, коллагену, желатину, хитозанам, фиброинам шелка) и полиэфирам бактериального происхождения - полигидроксиалканоатам (ПГА), синтезируемых микроорганизмами [14]. ПГА - полимеры гидроксипроизводных жирных кислот. Они обладают рядом полезных свойств, таких как биодеградация и биосовместимость.
ПГА перспективны для применения в пищевой промышленности (упаковочный материал), сельском хозяйстве (обволакиватели семян, удобрений, пестицидов, разрушаемые пленки, тара для тепличных хозяйств) и других сферах, включая медицину и фармакологию [4].
ПГА достаточно дорогостоящие материалы и данные полимеры пока не применяются настолько широко, насколько это возможно. В целях снижения их стоимости ведутся постоянные работы в поисках недорогостоящего субстрата, при росте на котором, выходы полимера будут высокими, и его свойства будут удовлетворять требуемым.
Таким образом, были исследованы физиолого-биохимические свойства бактерий C. eutrophus B-10646 в периодической культуре при росте на олеиновой кислоте.
Описаны характеристики роста бактерий, содержание и молекулярно - массовое распределение полимера, жирнокислотный состав липидов клеток, размерные параметры клеток. По итогам работы можно сказать, что олеиновая кислота является перспективным субстратом для синтеза ПГА по сравнению с культивированием на сахарах.
1) В течение 72 ч культивирования урожай биомассы составил 6,7 г/л с общим содержанием полимера 91%. Клетки синтезировали гетерополимер с включением 3-гидрокисвалерата 1,5-3%.
2) Основными жирными кислотами липидов цитоплазматической мембраны являлись: насыщенная 16:0, ненасыщенные 16:1 W7 и 18:1 W9. В жирнокислотном составе липополисахаридов преобладают а-ОН и в-ОН жирные кислоты с длиной цепи 14 и 16 атомов углерода.
3) На каждом этапе культивирования преобладали клетки длиной 1,1¬
2,5 мкм. В стационарной фазе роста встречались гигантские клетки длиной свыше 20 мкм.
1. Антонова, Л.В. Возможности использования полиоксиалканоатов и поликапролактона в качестве сополимерной основы для создания тканеинженерных конструкций в сердечно-сосудистой хирургии / Насонова М.В., Кудрявцева Ю.А., Головкин А.С.// Бюллетень сибирской медицины.- 2012.-Том 11, №1- С.128-134.
2. Волова Т.Г Биотехнология: монография/ Т.Г. Волова. -
Новосибирск: Изд-во Сибирского отделения Российской Академии наук, 1999. - 252 с.
3. Волова Т.Г. CoBpeMeHHMe биоматериалы: мировые тренды, место и роль микробных полигидроксиалканоатов/ Journal of Siberian Federal University. Biology 2.-2014.- C.103-133.
4. Волова Т.Г. Разрушаемые микробные полигидроксиалканоаты в качестве технического аналога неразрушаемых полиолефинов/ Journal of Siberian Federal University. Biology 2.-2015.- C.131-151.
5. Волова, Т.Г. Биосинтез на водороде / Т. Г. Волова; под ред. И. И. Гительзона; Рос. акад. наук, Ин-т биофизики СО РАН. - Новосибирск : Изд- во СО РАН, 2004. - 397 с.
6. Волова, Т.Г., Шишацкая Е.И./ Разрушаемые биополимеры: получение, свойства, применение.- Красноярск, Издательство «Красноярский писатель», 2011.-392с.
7. Гусеев, М.В. Микробиология: учебник для студ. Биол. Специальностей вузов/ М. В. Гусев, Л. А. Минеева.- 8-е изд., стер.- М.: Издательский центр «Академия», 2008.- 464с.
8. Жила, Н.О. К вопросу о внутриклеточной деградации полигидроксибутирата/ Калачева Г.С., Волова Т.Г. //Journal of Siberian Federal University Biology 2.-2015.- P. 220-235.
9. Жила, Н.О. Характеристика культуры Cupriavidus eutrophus B- 10646, синтезирующей полигидроксиалканоаты при росте на сахарах и липидных субстратах/ Волова Т.Г., Калачева Г.С// Journal of Siberian Federal University. Biology 2.- 2014- C.161-173.
10. Захарова, Ю.В. Жирные кислоты клеточных стенок бифидобактерий с разной гидрофобностью/ Сухих А.С. // Бюллетень Оренбургского научного центра УрО РАН (электронный журнал).- 2015.- №3.- С. 1-12.
11. Калачева, Г. С. Состав жирных кислот липидов Wautersia eutropha в условиях активного синтеза полигидроксиалканоатов/ Волова Т.Г.//Микробиология.- 2007.- Том 76, №5.- С. 608-614.
12. Калачева, Г.С. Синтез полиэфиров гидроксипроизводных жирных кислот (полигидроксиалканоатов) и характеристика состава липидов сине-зеленых, светящихся и водородокисляющих прокариот: автореф. дис. на соиск. учен. степ. д-ра биол. наук :03.01.006/ Калачева Галина Сергеевна.- Красноярск, 2012.-74с.
13. Кеслер Т.Г., Вебер М.И., Войтович Я. В. Потребности водородных бактерий на различных источниках азота.//В кн.:Непрерывная культура водродокисляющих бактерий как средство биосинтеза белка. //¬Красноярск//- 1974, С. 28-45.
14. Материалы для медицины, клеточной и тканевой инженерии [Электронный ресурс] : электрон. учеб. пособие / Т. Г. Волова, Е. И. Шишацкая, П. В. Миронов. - Электрон. дан. (6 Мб). - Красноярск : ИПК СФУ, 2009. - (Материалы для медицины, клеточной и тканевой инженерии : УМКД № 1324- 2008 / рук. творч. коллектива Т. Г. Волова).
15. Трубачев, И.Н. Биохимический состав водородных бактерий в зависимости от условий роста/ Калачева Г.С., Андреева Р.И., Войтович Я.В.// Микробиология.-1971.-Том 40, № 3. -С.424-427.
16. Шишацкая, Е.И. Клеточные матриксы из резорбируемых полигидроксиалконоатов / Гены и клетки.- 2007.- Том 2, №2.- С. 68-72.
17. Al-Sultany, S. J. Physiological and Immunological Effect of Lipopolysaccharide of Escherichia coli was Extracted by Hot Phenol-Water in Rabbits/ Jassim. Y.A.// Research Journal of Pharmaceutical, Biological and Chemical Sciences.-2016.-vol.7.- P.1530-1535.
18. Bugnicourt, E. Polyhydroxyalkanoate (PHA): Review of synthesis, characteristics, processing and potential applications in packaging/ Cinelli P., Lazzeri A., Alvarez V.// Express Polymer Letters.-2014.- Vol.8, №11.- P. 791-808.
19. Buyer, J.S. Identification of bacteria from single colonies by fatty acid analysis // J. Microb. Meth.-2002.- Vol. 48.- P. 259-265.
20. Chatterjee, S. N. Outer Membrane Vesicles of Bacteria/ Chaudhuri K.// Springer Briefs in Microbiology.-2012.
21. Clifton, L.A. Asymmetric phospholipid: lipopolysaccharide bilayers; a Gram-negative bacterial outer membrane mimic/ Skoda M. W. A., Daulton E. L., HughesA.V., Brun A.P. L., Lakey J.H., Holt S.A.// Journal of the royal society interface.-2013.- Vol.10.- P. 1-11.
22. Dennis, W. Cyclopropane ring formation in membrane lipids of bacteria/ Grogan, Cronan// Microbiology and molecular biology reviews.- 1997.- Vol. 61, No 4.- P. 429-441.
23. Eggers, J. Poly(3-Hydroxybutyrate) Degradation in Ralstonia eutropha H16 Is Mediated Stereoselectively to (S)-3 Hydroxybutyryl Coenzyme A (CoA) via Crotonyl-CoA/ Steinbnchel A.// Journal of Bacteriology.- 2014.- Vol.195, №14.- P. 3213-3223.
24. Galbraith, L. Lipids and fatty acids of Burkholeria and Ralstonia species/ Jonsson M.H., Rudhe L. C., Wilkinson S.G. // FEMS Microbiol. Lett.- 1999.- Vol. 173.- P. 359-364.
25. Geiger, O. Amino acid-containing membrane lipids in bacteria/ Gonzalez-Silva N., Lopez-Lara I. M., Sohlenkamp C.// Progress in Lipid Research.-2010.- Vol.49.- P.46-60.
26. Gobi , K. Aerobic dynamic feeding as a strategy for in situ accumulation of polyhydroxyalkanoate in aerobic granules/ Vadivelu V.M.// Bioresource Technology.- 2014.- Vol.161.- P.441-445.
27. Goh, L. K. Enhancement of Stress Tolerance in the Polyhydroxyalkanoate Producers without Mobilization of the Accumulated Granules / Purama R.K., Sudesh K.// Applied Biochemistry and Biotechnology.- 2014.- Vol.172.- P. 1585-1598.
28. Grigull V. H. Production and Characterization of Poly(3- Hydroxybutyrate) from Oleic Acid by Ralstonia eutropha/ Silva D. D., Garcia M. C. F., Furlan S. A., Pezzin A. P. T., Schneider A. L. S, Aragao G. F.// Food Technol. Biotechnol.-2008.-Vol.46, No 2.- P.223-228.
29. Grogan, D. W. Cyclopropane ring formation in membrane lipids of bacteria / Cronan J.E.// Microbiol. Mol. Biol. Rev.-1977.- Vol. 61.-P. 429-441.
30. Hokamura, A. Characterization and identification of the proteins bound to two types of polyhydroxyalkanoate granules in Pseudomonas sp. 61-3/ Fujino K., Isoda Y., Arizono K., Shiratsuchi H., Matsusaki H.// Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry.- 2015.- Vol. 79, № 8.- P. 1369-1377.
31. Ishizaki, A. Microbial production of poly-D-3- hydroxybutyrate from CO2/ Tanaka K., Taga N.// Appl. Microbiol. Biotechnol.-2001.-Vol. 57.- P. 6-12.
32. Jendrossek, D. Microbial degradation of polyhydroxyalkanoates/ Handrick, R.// Annu. Rev. Microbiol.-2012.-№56.-P.403-432.
33. Khosravi-Darani K. Microbial production of poly(hydroxybutyrate) from C1 carbon sources/ Mokhtari Z.B., Amai T., Tanaka K.// Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2013.-Vol. 97.- P. 407-1424.
34. Kim, I. S, Alterations in fatty acidcomposition and fluidity of cell membranes affect the accumulation of PCB con-gener 2,2',5,5'-tetrachlorbiphenyl by Ralstonia eutropha H850// Beaudette L. A, Cassydy M. B, Lee H, Trevors J. T.// Chem TechnolBiotechnol.- 2002.-Vol.77.- P. 793-799.
35. Kiran, M. D. Psychrophilic Pseudomonas syringae requires trans-monounsaturated fatty acid for growth at higher temperature/ Prakash J. S. S., Annapoorni S., Dube S., Kusano T.,Okuyama H., Murata N., Shivaji S.// Extremophiles.-2004.-Vol.8.- P.401-410.
36. Koller, M. Microbial PHA Production from Waste Raw Materials/ Atlic A., Dias M., Reiterer A., Braunegg G. // Microbiology Monographs.-2010.- Vol. 14.- P. 85-114.
37. Lerch, T. Z Effect of glucose on the fatty acidcomposition of Cupriavidus necator JMP134 during 2,4-dichlorophenoxyaceticacid degradation: implications for lipid-based stable isotope probing methods/ Dignac M. F, Barriuso
E. , Mariotti A.// Appl Environ Microbiol.- 2011.- Vol. 77.- P. 296-306.
38. Li, Y. Structural derivation of lipid A from Cronobacter sakazakii using tandem mass spectrometry/ Yoon S.H., Wang X., Ernst R.K., Goodlett D. R.// Research Article.-2016.-Vol.30.- P. 2265-2270.
39. Mezzina, M.P. Phasins, the multifacetic polyhydroxyalkanoate granule associated proteins/ Pettinari M.J.// Applied and environmental microbiology.-2016.-Vol.82, №17.- P. 5060-5067.
40. Mravec, F. Accumulation of PHA granules in Cupriavidus necator as seen by confocal fluorescence microscopy/ Obruca S., Krzyzanek V., Sedlacek P., Hrubanova K., Samek O., Kucera D., Benesova P., Nebesarova J.// FEMS Microbiology Letters.- 2016.- Vol.363, №10.- P.1-7.
41. Nunez-Cardona, M.T. Fatty Acids Analysis of Photosynthetic Sulfur Bacteria by Gas Chromatography/intach.-2012.- P. 117-138.
42. Ong, S. Y. Degradation of Polyhydroxyalkanoate (PHA) / Chee J. Y., Sudesh K. // Journal of Siberian Federal University. Biology.-2017.- Том 10.- C. 211-225.
43. Osterhout, G.J Phenotypic and genotypic of clinical strainsof CDC group IVc-2/ Valentine J. L, Dick J. D. J// Microbiol.- 1998.- Vol. 36.- P. 2618-22.
44. Pfeiffer, D. PhaM Is the Physiological Activator of Poly(3- Hydroxybutyrate) (PHB) Synthase (PhaC1) in Ralstonia eutropha / Jendrossek D.// Applied and Environmental Microbiology.-2014.- Vol. 80, № 2.- P. 555-563.
45. Rezania, S. Extraction, Purification and Characterization of Lipopolysaccharide from Escherichia coli and Salmonella typhi/ Amirmozaffari N., Tabarraei B., Jeddi-Tehrani M., Zarei O., Alizadeh R., Masjedian F., Zarnani A.H.// Avicenna Journal of Medical Biotechnology Avicenna Journal of Medical Biotechnology.-2011.- Vol. 3, No. 1.- P.3-9.
46. Serrazanett, D. Cell membrane fatty acid changes and desaturase expression of Saccharomyces bayanus exposed to high pressure homogenization in relation to the supplementation of exogenous unsaturated fatty acids/ Patrignani
F. , Russo A., Vannini L., Siroli L., Gardini F., Lanciotti R.// Frontiers in Microbiology.- 2015.-Vol.6.- P. 1-10.
47. Srivastava, S. K. Effect of saturated and unsaturated fatty acid supplementation on bio-plastic production under submerged fermentation/ Tripathi A. D.// Biotech.- 2013.- Vol. 3.- P. 389-397.
48. Tanadchangsaeng, N. Microbial Synthesis of Polyhydroxybutyrate From Glycerol: Gluconeogenesis, Molecular Weight and Material Properties of Biopolyester /J.Yu// Biotechnology and Bioengineering, Vol. 109, No. 11.- P. 2808-2818.
49. Tanaka, K. Cell growth and P(3HB) accumulation from CO2 of a carbon monoxide-tolerant hydrogen-oxidizing bacterium, Ideonella sp. O-1/ Miyawaki K., Yamaguchi A., Khosravi-Darani K., Matsusaki H.// Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2011.- Vol. 92.- P. 1161-1169.
50. Tanaka, K. Production of poly(D-3- hydroxybutyrate) from CO2, H2, and O2 by high cell density autotrophic cultivation of Alcaligenes eutrophus/ Ishizaki A., Kanamaru, T., Kawano T.// Biotechnol. Bioeng.- 1995.- Vol.45.- P. 268-275.
51. Uchino, K. Isolated Poly(3-Hydroxybutyrate) (PHB) Granules Are Complex Bacterial Organelles Catalyzing Formation of PHB from Acetyl Coenzyme A (CoA) and Degradation of PHB to Acetyl-CoA/ Saito T., Gebauer B., Jendrossek D. // Journal of bacteriology.-2007.- Vol. 189, No. 22.- P. 8250-8256.
52. Ushimaru , K. New insights into activation and substrate recognition of polyhydroxyalkanoate synthase from Ralstonia eutropha/ Sangiambut S., Thomson N., Sivaniah E., Tsuge T// Appl Microbiol Biotechnol.- 2013.-№97.- P. 1175-1182.
53. Volova, T. G. Fundamental Basis of Production and Application of Biodegradable Polyhydroxyalkanoates/ Shishatskaya E. I., Zhila N. O., Kiselev E.
G. , Mironov P. V., Vasiliev A.D., Peterson I. V., Sinskey A. J.// Journal of Siberian Federal University. Biology 3.- 2012.- P. 280-299.
54. Volova, T.G. Autotrophic synthesis of polyhydroxyalkanoates by the bacteria Ralstonia eutropha in the presence of carbon monoxide/ Kalacheva G.S., Altukhova O.V.// Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2002.- Vol. 58.- P. 675-678.
55. Volova, T.G. Cell growth and accumulation of polyhydroxyalkanoates from CO2 and H2 of a hydrogen-oxidizing bacterium, Cupriavidus eutrophus B- 10646/ Kiselev E.G., Shishatskaya E. I., Zhila N. O., Boyandin A. N., Syrvacheva D. A., Vinogradova O. N.,. Kalacheva G. S, Vasiliev A. D., Peterson I. V.// Bioresource Technolog. - 2013.-Vol.146.- P.215-222.
56. Wahl, A. PHB granules are attached to the nucleoid via PhaM in Ralstonia eutropha / Schuth N., Pfeiffer D., Nussberger S., Jendrossek D.// BMC Microbiology.-2012.- Vol.12, №262.- P.1-11.
57. Zankharia, U. S. Extraction, Characterization and Determination of Immmunoreactivity of Lipopolysaccharide of Salmonella typhi/ vnsgu journal of science and technology.-2015.- Vol.4, No.1.- P. 224 - 229.