Тип работы:
Предмет:
Язык работы:


Сравнительная генетическая характеристика апомиктичных линий растений из рода Boechera

Работа №137276

Тип работы

Бакалаврская работа

Предмет

биология

Объем работы67
Год сдачи2019
Стоимость4230 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
22
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


Введение 3
Глава 1. Обзор литературы 5
1.1 Гаметофитный апомиксис и его роль для интенсификации сельского хозяйства 5
1.2 Таксономия и среда обитания наиболее важных представителей рода Boechera 7
1.3 Преимущества рода Boechera для изучения апомиксиса 10
1.4 Цитоэмбриологические исследования в роде Boechera 11
1.5 Популяционно-генетические исследования апомиксиса в роде Boechera 16
1.6 Наследование и генетические аспекты апомиксиса в роду Boechera 19
1.7 Геномные ресурсы для рода Boecheraи проблемы геномного анализа 25
Глава 2. Материалы и методы исследования 29
2.1 Материал 29
2.2 Методы работы с данными 29
2.2.1 Предобработка данных 29
2.2.2 Примененные стратегии сборки генома 30
2.2.3 Удаление контаминаций из данных Illumina 32
2.2.4 Подготовка к сборке хлоропластной ДНК 33
2.2.5 Сборка и аннотация хлоропластной ДНК 33
2.2.6 Методы филогенетического анализа с использованием хлоропластной ДНК 34
2.2.7 Методы филогенетического анализа с использованием последовательности гена
APOLLO 35
Глава 3. Результаты и обсуждение 37
3.1 Анализ и коррекция исходных прочтений 37
3.2 Выбор наилучшей стратегии сборки высоко гетерозиготного генома Boechera
divaricarpa M4B 40
3.2.1 De novo сборка генома Boechera divaricarpa M4Bпрограммой MaSuRCA 40
3.2.2 De novo сборка генома Boechera divaricarpa M4Bпрограммой Platanus 41
3.2.3 Сравнительная характеристика различных стратегий сборки высоко
гетерозиготного генома Boechera divaricarpa M4B 41
3.2.4 Очистка исходных коротких прочтений генома Boechera divaricarpa M4B
выравниванием на наиболее успешную сборку 42
3.3 Анализ хлоропластной ДНК Boechera divaricarpaлиний M4Bи ES517 46
3.3.1 Подготовка прочтений для сборки хлоропластной ДНК 46
3.3.2 Реконструкция хлоропластной ДНК и поиск молекулярных маркеров для
филогенетического анализа 48
3.3.3 Определение донора хлоропластов для растений Boechera divaricarpaлиний M4Bи
ES517 48
3.4 Анализ ядерной ДНК Boechera divaricarpaлиний ES517и M4B 51
Заключение 54
Выводы 55
Список литературы 56

Половое размножение является одним из важнейших инструментов формирования генетического разнообразия организмов. В дикой природе оно обуславливает постоянную смену генотипов популяций, тем самым обеспечивая материал для адаптивной эволюции. Образование различных комбинаций генов в ходе данного процесса способно привести к появлению более приспособленного к условиям среды фенотипа. Тем не менее, этот же способ размножения может привести к расщеплению полезных признаков в потомстве, ввиду чего последующие поколения не будут обладать особыми свойствами родителей. Данная проблема особенно актуальна в областях, связанных с селекцией растений и животных, например, в сельском хозяйстве. Специально выведенные сорта растений рано или поздно теряют характерные для них качества из-за размножения половым путем, что не позволяет культивировать их в долгосрочной перспективе. Бесполое размножение также встречается у представителей высших растений, но наиболее частой формой такового является вегетативное размножение, не способное стать решением поставленной проблемы, ввиду сложности его реализации в промышленных масштабах.
Альтернативой бесполому размножению через ткани организма для агропромышленности может стать апомиксис — партеногенез, наблюдаемый у ряда растений в дикой природе. При апомиксисе потомство остается генетически идентичным родителю, и при этом размножение происходит через формирование семян, а значит его внедрение в сельское хозяйство не потребует разработки специальных методик выращивания. К сожалению, на данный момент искусственная интеграция данного типа размножения в выращиваемые сорта невозможна, поскольку до конца не установлены молекулярные механизмы его регуляции. Не так давно исследователи обратили внимание на растения рода Boechera,как на потенциальные модельные объекты для изучения генетических аспектов апомиксиса. Виды, принадлежащие роду Boechera,обладают рядом особенностей, значительно облегчающих изучение такого типа бесполого размножения. Особенный интерес представляют диплоидные гибриды данного рода, которые характеризуются высокой пенетрантностью апомиксиса, обладая при этом геномом, близкородственным генетическому материалу половых линий.
Цель работы: Сборка генома Boechera divaricarpaлинии M4Bи ее сравнительный анализ с геномом линии ES517.
Задачи:
• Реализация и сравнение различных стратегий de novoсборки ядерной ДНК с целью выявления наиболее эффективного подхода к работе с высоко гетерозиготными организмами.
• Сборка и аннотация хлоропластной ДНК Boechera divaricarpa M4Bс ее последующим филогенетическим анализом.
• Поиск гена APOLLO в полученной сборке и последовательностях других представителей рода Boecheraи дальнейший филогенетический анализ по этому маркеру.


Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании работ!


В работе были реализованы различные стратегии сборки высоко гетерозиготных геномов, с дальнейшей статистической обработкой их результатов. Полученные сборки сравнивались между собой и со сборками, предоставленными сотрудниками Центра геномной биоинформатики им. Ф. Г. Добржанского, в ходе чего была определена наиболее эффективная методика для работы с сырыми прочтениями геномов высоко гетерозиготных организмов - гибридная сборка из длинных и коротких прочтений программой MaSuRCA.
С использованием отработанного метода гибридной сборки ДНК, был реконструирован генетический материал хлоропластов Boechera divaricarpa M4Bи проведен его филогенетический анализ с использованием Байесовской статистики. В ходе анализа были получены уникальные данные о наследовании хлоропластной ДНК линии M4Bот вида Boechera stricta,а также продемонстрировано, что линия ES517унаследовала генетический материал пластид не от представителей этого вида. Чтобы уточнить филогению хлоропластной ДНК линии ES517требуется рассмотреть большее количество изолятов различных видов, и, в частности, изолятов вида B. retrofracta.
В собранном геноме линии M4Bбыла найдена последовательность гена APOLLO, после чего был проведен филогенетический анализ, включающий последовательности обеих рассматриваемых линий B. divaricarpa. В ходе анализа были сделаны выводы о вероятной гомозиготности линии ES517по апомиктичному аллелю гена, и гетерозиготности линии M4B, тем не менее, для точного определения состава аллелей необходим анализ копийности гена APOLLO в геномах рассмотренных линий.



1. Akama, S., Shimizu-Inatsugi, R., Shimizu, K. K., & Sese, J. (2014). Genome-wide
quantification of homeolog expression ratio revealed nonstochastic gene regulation in synthetic allopolyploid Arabidopsis. Nucleic Acids Research.
https://doi.org/10.1093/nar/gkt1376
2. Al-Shehbaz, I. A. (2003). Transfer of most North American species of Arabis to
Boechera (Brassicaceae). Novon, 381-391.
3. Al-Shehbaz, I. A. (2005). Nomenclatural notes on Eurasian Arabis (Brassicaceae).
Novon, 519-524.
4. Alexander, P. J., Windham, M. D., Beck, J. B., Al-Shehbaz, I. A., Allphin, L., & Bailey,
C. D. (2013). Molecular phylogenetics and taxonomy of the genus Boechera and related genera (Brassicaceae: Boechereae). Systematic Botany, 38(1), 192-209.
5. Aliyu, O. M., Schranz, M. E., & Sharbel, T. F. (2010). Quantitative variation for
apomictic reproduction in the genus Boechera (Brassicaceae). American Journal of Botany, 97(10), 1719-1731. https://doi.org/10.3732/ajb.1000188
6. Amiteye, S., Corral, J. M., Vogel, H., Kuhlmann, M., Mette, M. F., & Sharbel, T. F.
(2013). Novel microRNAs and microsatellite-like small RNAs in sexual and apomictic Boechera species. MicroRNA (Shariqah, United Arab Emirates), 2(1), 45-62.
7. Anderson, J. T., Lee, C.-R., & Mitchell-Olds, T. (2011). Life-history QTLS and natural
selection on flowering time in Boechera stricta, a perennial relative of Arabidopsis. Evolution; International Journal of Organic Evolution, 65(3), 771-787. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.2010.01175.x
8. Andrews, S., & others. (2016). FastQC: a quality control tool for high throughput
sequence data. 2010.
9. Asker, S., & Jerling, L. (1992). Apomixis in plants. CRC press.
10. Barcaccia, G., & Albertini, E. (2013). Apomixis in plant reproduction: a novel
perspective on an old dilemma. Plant Reproduction, 26(3), 159-179.
https://doi.org/10.1007/s00497-013-0222-y
11. Beck, J. B., Alexander, P. J., Allphin, L., Al-Shehbaz, I. A., Rushworth, C., Bailey, C. D.,
& Windham, M. D. (2012). Does hybridization drive the transition to asexuality in diploid Boechera? Evolution; International Journal of Organic Evolution, 66(4), 985-995. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.2011.01507.x
12. Bicknell, R. A., & Koltunow, A. M. (2004). Understanding apomixis: recent advances
and remaining conundrums. The Plant Cell, 16 Suppl, S228-45.
https://doi.org/10.1105/tpc.017921
13. Bicknell, R., Catanach, A., Hand, M., & Koltunow, A. (2016). Seeds of doubt: Mendel’s
choice of Hieracium to study inheritance, a case of right plant, wrong trait. TAG. Theoretical and Applied Genetics. Theoretische Und Angewandte Genetik, 129(12), 2253-2266. https://doi.org/10.1007/s00122-016-2788-x
14. Bocher, T. W. (1951). Cytological and embryological studies in the amphi-apomictic
Arabis holboellii complex.
15. BOCHER, T. W. (1947). Cytological studies of Arabis Holboellii Hornem. Hereditas,
33(4), 573.
16. Bolger, A. M., Lohse, M., & Usadel, B. (2014). Trimmomatic: a flexible trimmer for
Illumina sequence data. Bioinformatics, 30(15), 2114-2120.
17. Brukhin, V. (2017). Молекулярно-генетическая регуляция апомиксиса, “Генетика.”
Генетика, (9), 1001-1024. https://doi.org/10.7868/S0016675817090041
18. Brukhin, V., Osadtchiy, J. V., Florez-Rueda, A. M., Smetanin, D., Bakin, E., Nobre, M.
S., & Grossniklaus, U. (2019). The Boechera Genus as a Resource for Apomixis Research. Frontiers in Plant Science, 10.https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00392
19. Calderini, O., Chang, S. B., de Jong, H., Busti, A., Paolocci, F., Arcioni, S., ... Pupilli, F.
(2006). Molecular cytogenetics and DNA sequence analysis of an apomixis-linked BAC in Paspalum simplex reveal a non pericentromere location and partial microcolinearity with rice. TAG. Theoretical and Applied Genetics. Theoretische Und Angewandte Genetik, 112(6), 1179-1191. https://doi.org/10.1007/s00122-006- 0220-7
20. Carman, J. G. (1997). Asynchronous expression of duplicate genes in angiosperms may
cause apomixis, bispory, tetraspory, and polyembryony. Biological Journal of the Linnean Society, 61(1), 51-94.
21. Charlesworth, B., & Charlesworth, D. (1997). Rapid fixation of deleterious alleles can
be caused by Muller’s ratchet. Genetical Research, 70(1), 63-73.
22. Charlesworth, D., & Wright, S. I. (2001). Breeding systems and genome evolution.
Current Opinion in Genetics & Development, 11(6), 685-690.
23. Chin, C.-S., Peluso, P., Sedlazeck, F. J., Nattestad, M., Concepcion, G. T., Clum, A., ...
Schatz, M. C. (2016). Phased diploid genome assembly with single-molecule real¬time sequencing. Nature Methods, 13(12), 1050-1054.
https://doi.org/10.1038/nmeth.4035
24. Claros, M. G., Bautista, R., Guerrero-Fernandez, D., Benzerki, H., Seoane, P., &
Fernandez-Pozo, N. (2012). Why assembling plant genome sequences is so challenging. Biology, 1(2), 439-459. https://doi.org/10.3390/biology1020439
25. Conner, J. A., & Ozias-Akins, P. (2017). Apomixis: Engineering the Ability to Harness
Hybrid Vigor in Crop Plants. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.), 1669, 17-34. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-7286-9_2
26. Corral, J. M., Vogel, H., Aliyu, O. M., Hensel, G., Thiel, T., Kumlehn, J., & Sharbel, T.
F. (2013). A conserved apomixis-specific polymorphism is correlated with exclusive exonuclease expression in premeiotic ovules of apomictic boechera species. Plant Physiology, 163(4), 1660-1672. https://doi.org/10.1104/pp.113.222430
27. Crane, C. F. (2001). Classification of apomictic mechanisms.
28. d’Erfurth, I., Cromer, L., Jolivet, S., Girard, C., Horlow, C., Sun, Y., ... Mercier, R.
(2010). The cyclin-A CYCA1;2/TAM is required for the meiosis I to meiosis II transition and cooperates with OSD1 for the prophase to first meiotic division transition. PLoS Genetics, 6(6), e1000989.
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000989
29. d’Erfurth, I., Jolivet, S., Froger, N., Catrice, O., Novatchkova, M., & Mercier, R. (2009).
Turning meiosis into mitosis. PLoS Biology, 7(6), e1000124.
https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000124
30. de Arias, M. (2015). Effects of plant stress on facultative apomixis in Boechera
(Brassicaceae).
31. Dobes, C. H., Mitchell-Olds, T., & Koch, M. A. (2004). Extensive chloroplast haplotype variation indicates Pleistocene hybridization and radiation of North American Arabis drummondii, A. x divaricarpa, and A. holboellii (Brassicaceae). Molecular Ecology, 13(2), 349-370.
32. Dobes, C., Mitchell-Olds, T., & Koch, M. A. (2004). Intraspecific diversification in
North American Boechera stricta (= Arabis drummondii), Boechera xdivaricarpa, and Boechera holboellii (Brassicaceae) inferred from nuclear and chloroplast molecular markers--an integrative approach. American Journal of Botany, 91(12), 2087-2101. https://doi.org/10.3732/ajb.91.12.2087
33. Dresselhaus, T., Sprunck, S., & Wessel, G. M. (2016). Fertilization Mechanisms in
Flowering Plants. Current Biology: CB, 26(3), R125-39.
https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.12.032
34. Felsenstein, J., & Yokoyama, S. (1976). The evolutionary advantage of recombination.
II. Individual selection for recombination. Genetics, 83(4), 845-859.
35. Ferreira de Carvalho, J., de Jager, V., van Gurp, T. P., Wagemaker, N. C. A. M., &
Verhoeven, K. J. F. (2016). Recent and dynamic transposable elements contribute to genomic divergence under asexuality. BMC Genomics, 17(1), 884. https://doi.org/10.1186/s12864-016-3234-9
36. Glemin, S., Bazin, E., & Charlesworth, D. (2006). Impact of mating systems on patterns
of sequence polymorphism in flowering plants. Proceedings. Biological Sciences, 273(1604), 3011-3019. https://doi.org/10.1098/rspb.2006.3657
37. Grimanelli, D., Leblanc, O., Perotti, E., & Grossniklaus, U. (2001). Developmental
genetics of gametophytic apomixis. Trends in Genetics : TIG, 17(10), 597-604.
38. Grossniklaus, U., Nogler, G. A., & van Dijk, P. J. (2001). How to avoid sex: the genetic
control of gametophytic apomixis. The Plant Cell, 13(7), 1491-1498.
https://doi.org/10.1105/tpc.13.7.1491
39. Hand, M. L., & Koltunow, A. M. G. (2014). The genetic control of apomixis: asexual
seed formation. Genetics, 197(2), 441-450.
https://doi.org/10.1534/genetics.114.163105
40. Hill, W. G., & Robertson, A. (1966). The effect of linkage on limits to artificial selection.
Genetical Research, 8(3), 269-294.
41. Hojsgaard, D. (2018). Transient Activation of Apomixis in Sexual Neotriploids May
Retain Genomically Altered States and Enhance Polyploid Establishment. Frontiers in Plant Science, 9, 230. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00230
42. Hojsgaard, D., Klatt, S., Baier, R., Carman, J. G., & Horandl, E. (2014). Taxonomy and
Biogeography of Apomixis in Angiosperms and Associated Biodiversity Characteristics. Critical Reviews in Plant Sciences, 33(5), 414-427.
https://doi.org/10.1080/07352689.2014.898488
43. Huang, C.-H., Sun, R., Hu, Y., Zeng, L., Zhang, N., Cai, L., ... Ma, H. (2016).
Resolution of Brassicaceae Phylogeny Using Nuclear Genes Uncovers Nested Radiations and Supports Convergent Morphological Evolution. Molecular Biology and Evolution, 33(2), 394-412. https://doi.org/10.1093/molbev/msv226
44. Hulse-Kemp, A. M., Maheshwari, S., Stoffel, K., Hill, T. A., Jaffe, D., Williams, S. R.,
... Van Deynze, A. (2018). Reference quality assembly of the 3.5-Gb genome of Capsicum annuum from a single linked-read library. Horticulture Research, 5, 4. https://doi.org/10.1038/s41438-017-0011-0
45. Jefferson, R. A. (1994). Apomixis: A social revolution for agriculture. Biotechnology
and Development Monitor, 19, 14-16.
46. Kajitani, R., Toshimoto, K., Noguchi, H., Toyoda, A., Ogura, Y., Okuno, M., ... others.
(2014). Efficient de novo assembly of highly heterozygous genomes from whole¬genome shotgun short reads. Genome Research, 24(8), 1384-1395.
47. Kantama, L., Sharbel, T. F., Schranz, M. E., Mitchell-Olds, T., de Vries, S., & de Jong,
H. (2007). Diploid apomicts of the Boechera holboellii complex display large-scale chromosome substitutions and aberrant chromosomes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 104(35), 14026-14031. https://doi.org/10.1073/pnas.0706647104
48. Kiefer, C., Dobes, C., & Koch, M. A. (2009). Boechera or not? Phylogeny and
phylogeography of eastern North American Boechera species (Brassicaceae). Taxon, 58(4), 1109-1121.
49. Kirioukhova, O., Shah, J. N., Larsen, D. S., Tayyab, M., Mueller, N. E., Govind, G., .
Johnston, A. J. (2018). Aberrant imprinting may underlie evolution of parthenogenesis. Scientific Reports, 8(1), 10626. https://doi.org/10.1038/s41598- 018-27863-7
50. Kliver, S., Rayko, M., Komissarov, A., Bakin, E., Zhernakova, D., Prasad, K., ...
Brukhin, V. (2018). Assembly of the Boechera retrofracta Genome and Evolutionary Analysis of Apomixis-Associated Genes. Genes, 9(4).
https://doi.org/10.3390/genes9040185
51. Koch, M. A., Dobes, C., & Mitchell-Olds, T. (2003). Multiple hybrid formation in
natural populations: concerted evolution of the internal transcribed spacer of nuclear ribosomal DNA (ITS) in North American Arabis divaricarpa (Brassicaceae). Molecular Biology and Evolution, 20(3), 338-350.
https://doi.org/10.1093/molbev/msg046
52. Koltunow, A M. (1993). Apomixis: Embryo Sacs and Embryos Formed without Meiosis
or Fertilization in Ovules. The Plant Cell, 5(10), 1425-1437.
https://doi.org/10.1105/tpc.5.10.1425
53. Koltunow, Anna M, & Grossniklaus, U. (2003). Apomixis: a developmental perspective.
Annual Review of Plant Biology, 54, 547-574.
https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.54.110901.160842
54. Korbel, J. O., & Lee, C. (2013, December). Genome assembly and haplotyping with Hi-
C. Nature Biotechnology, Vol. 31, pp. 1099-1101. https://doi.org/10.1038/nbt.2764
55. Kotani, Y., Henderson, S. T., Suzuki, G., Johnson, S. D., Okada, T., Siddons, H., ...
Koltunow, A. M. G. (2014). The LOSS OF APOMEIOSIS (LOA) locus in Hieracium praealtum can function independently of the associated large-scale repetitive chromosomal structure. The New Phytologist, 201(3), 973-981. https://doi.org/10.1111/nph.12574
56. Kronenberg, Z. N., Hall, R. J., Hiendleder, S., Smith, T. P. L., Sullivan, S. T., Williams,
J. L., & Kingan, S. B. (2018). FALCON-Phase: Integrating PacBio and Hi-C data for phased diploid genomes. Biorxiv, 327064.
57. Kyriakidou, M., Tai, H. H., Anglin, N. L., Ellis, D., & Stromvik, M. V. (2018). Current
Strategies of Polyploid Plant Genome Sequence Assembly. Frontiers in Plant Science, 9, 1660. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01660
58. Langmead, B., & Salzberg, S. L. (2012). Fast gapped-read alignment with Bowtie 2.
Nature Methods, 9(4), 357.
59. Lee, C.-R., Wang, B., Mojica, J. P., Mandakova, T., Prasad, K. V. S. K., Goicoechea, J.
L., ... Mitchell-Olds, T. (2017). Young inversion with multiple linked QTLs under selection in a hybrid zone. Nature Ecology & Evolution, 1(5), 119.
https://doi.org/10.1038/s41559-017-0119
60. Lee, H. S., & Chen, Z. J. (2001). Protein-coding genes are epigenetically regulated in
Arabidopsis polyploids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 98(12), 6753-6758. https://doi.org/10.1073/pnas.121064698
61. Li, F.-W., Rushworth, C. A., Beck, J. B., & Windham, M. D. (2017). Boechera
microsatellite website: an online portal for species identification and determination of hybrid parentage. Database : The Journal of Biological Databases and Curation, 2017(1).https://doi.org/10.1093/database/baw169
62. Love, A., & Love, D. (1975). Nomenclatural notes on arctic plants. Botaniska Notiser.
63. Lovell, J. T., Aliyu, O. M., Mau, M., Schranz, M. E., Koch, M., Kiefer, C., ... Sharbel,
T. F. (2013). On the origin and evolution of apomixis in Boechera. Plant Reproduction, 26(4), 309-315. https://doi.org/10.1007/s00497-013-0218-7
64. Lovell, J. T., Grogan, K., Sharbel, T. F., & McKay, J. K. (2014). Mating system and
environmental variation drive patterns of adaptation in Boechera spatifolia (Brassicaceae). Molecular Ecology, 23(18), 4486-4497.
https://doi.org/10.1111/mec.12879
65. Lovell, J. T., & McKay, J. K. (2015). Ecological genetics of range size variation in
Boechera spp. (Brassicaceae). Ecology and Evolution, 5(21), 4962-4975.
https://doi.org/10.1002/ece3.1746
66. Lovell, J. T., Williamson, R. J., Wright, S. I., McKay, J. K., & Sharbel, T. F. (2017).
Mutation Accumulation in an Asexual Relative of Arabidopsis. PLoS Genetics, 13(1), e1006550. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1006550
67. Maddison, W. P., & Knowles, L. L. (2006). Inferring phylogeny despite incomplete
lineage sorting. Systematic Biology, 55(1), 21-30.
https://doi.org/10.1080/10635150500354928
68. Maheshwari, P. (n.d.). 1950An introduction to the embryology of angiosperms. New
York: McGraw-Hill.
69. Mandakova, T., Schranz, M. E., Sharbel, T. F., de Jong, H., & Lysak, M. A. (2015).
Karyotype evolution in apomictic Boechera and the origin of the aberrant chromosomes. The Plant Journal: For Cell and Molecular Biology, 82(5), 785-793.https://doi.org/10.1111/tpj.12849
70. Mapleson, D., Garcia Accinelli, G., Kettleborough, G., Wright, J., & Clavijo, B. J.
(2016). KAT: a K-mer analysis toolkit to quality control NGS datasets and genome assemblies. Bioinformatics, 33(4), 574-576.
71. Martinez, G., & Kohler, C. (2017). Role of small RNAs in epigenetic reprogramming
during plant sexual reproduction. Current Opinion in Plant Biology, 36, 22-28. https://doi.Org/10.1016/j.pbi.2016.12.006
72. Matzk, F., Meister, A., & Schubert, I. (2000). An efficient screen for reproductive
pathways using mature seeds of monocots and dicots. The Plant Journal: For Cell and Molecular Biology, 21(1), 97-108.
73. Mau, M., Corral, J. M., Vogel, H., Melzer, M., Fuchs, J., Kuhlmann, M., ... Sharbel, T.
F. (2013). The conserved chimeric transcript UPGRADE2 is associated with unreduced pollen formation and is exclusively found in apomictic Boechera species. Plant Physiology, 163(4), 1640-1659. https://doi.org/10.1104/pp.113.222448
74. Mau, M., Lovell, J. T., Corral, J. M., Kiefer, C., Koch, M. A., Aliyu, O. M., & Sharbel,
T. F. (2015). Hybrid apomicts trapped in the ecological niches of their sexual ancestors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 112(18), E2357-65. https://doi.org/10.1073/pnas.1423447112
75. MULLER, H. J. (1964). THE RELATION OF RECOMBINATION TO MUTATIONAL
ADVANCE. Mutation Research, 106, 2-9.
76. Naumova, T. N., van der Laak, J., Osadtchiy, J., Matzk, F., Kravtchenko, A., Bergervoet,
J., ... Boutilier, K. (2001). Reproductive development in apomictic populations of Arabis holboellii (Brassicaceae). Sexual Plant Reproduction, 14(4), 195-200.
https://doi.org/10.1007/s00497-001-0118-0
77. Nogler, G. A. (1984). Gametophytic Apomixis. In Embryology of Angiosperms (pp. 475¬
518).https://doi.org/10.1007/978-3-642-69302-1_10
78. Okada, T., Ito, K., Johnson, S. D., Oelkers, K., Suzuki, G., Houben, A., ... Koltunow, A.
M. (2011). Chromosomes carrying meiotic avoidance loci in three apomictic eudicot Hieracium subgenus Pilosella species share structural features with two monocot apomicts. Plant Physiology, 157(3), 1327-1341.
https://doi.org/10.1104/pp.111.181164
79. Ortiz, J. P. A., Quarin, C. L., Pessino, S. C., Acuna, C., Martinez, E. J., Espinoza, F., ...
Pupilli, F. (2013). Harnessing apomictic reproduction in grasses: what we have learned from Paspalum. Annals of Botany, 112(5), 767-787.
https://doi.org/10.1093/aob/mct152
80. Osadtchiy, J. V, Naumova, T. N., & Brukhin, V. B. (2017). Apomixis in the genus
Boechera (Brassicaceae). Russ Botanical Journal, 102, 1587-1607.
81. Ozias-Akins, P., Akiyama, Y., & Hanna, W. W. (2003). Molecular characterization of the
genomic region linked with apomixis in Pennisetum/Cenchrus. Functional &Integrative Genomics, 3(3), 94-104. https://doi.org/10.1007/s10142-003-0084-8
82. Pupilli, F., & Barcaccia, G. (2012). Cloning plants by seeds: Inheritance models and
candidate genes to increase fundamental knowledge for engineering apomixis in sexual crops. Journal of Biotechnology, 159(4), 291-311.
https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2011.08.028
83. Ravi, M., Marimuthu, M. P. A., & Siddiqi, I. (2008). Gamete formation without meiosis
in Arabidopsis. Nature, 451(7182), 1121-1124. https://doi.org/10.1038/nature06557
84. Rodkiewicz, B. (1970). Callose in cell walls during megasporogenesis in angiosperms.
Planta, 93(1), 39-47. https://doi.org/10.1007/BF00387650
85. Rodriguez-Leal, D., & Vielle-Calzada, J.-P. (2012). Regulation of apomixis: learning
from sexual experience. Current Opinion in Plant Biology, 15(5), 549-555.
https://doi.org/10.1016/j.pbi.2012.09.005
86. Rojek, J., Kapusta, M., Kozieradzka-Kiszkurno, M., Majcher, D., Gorniak, M.,
Sliwinska, E., ... Bohdanowicz, J. (2018). Establishing the cell biology of apomictic reproduction in diploid Boechera stricta (Brassicaceae). Annals of Botany, 122(4), 513-539. https://doi.org/10.1093/aob/mcy114
87. Ronquist, F., & Huelsenbeck, J. P. (2003). MrBayes 3: Bayesian phylogenetic inference
under mixed models. Bioinformatics, 19(12), 1572-1574.
88. Roy, B. A. (1995). The breeding systems of six species of Arabis (Brassicaceae).
American Journal of Botany, 82(7), 869-877.
89. Rushworth, C. A., Song, B.-H., Lee, C.-R., & Mitchell-Olds, T. (2011). Boechera, a
model system for ecological genomics. Molecular Ecology, 20(23), 4843-4857. https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.2011.05340.x
90. Savidan, Y., & others. (2000). Apomixis: genetics and breeding. Plant Breeding
Reviews, 18, 13-86.
91. Schilling, M. P., Gompert, Z., Li, F.-W., Windham, M. D., & Wolf, P. G. (2018).
Admixture, evolution, and variation in reproductive isolation in the Boechera puberula clade. BMC Evolutionary Biology, 18(1), 61.
https://doi.org/10.1186/s12862-018-1173-6
92. Schmidt, A., Schmid, M. W., & Grossniklaus, U. (2015). Plant germline formation:
common concepts and developmental flexibility in sexual and asexual reproduction. Development (Cambridge, England), 142(2), 229-241.
https://doi.org/10.1242/dev.102103
93. Schmidt, A., Schmid, M. W., Klostermeier, U. C., Qi, W., Guthorl, D., Sailer, C., ...
Grossniklaus, U. (2014). Apomictic and sexual germline development differ with respect to cell cycle, transcriptional, hormonal and epigenetic regulation. PLoS Genetics, 10(7), e1004476. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1004476
94. Schon, I., Martens, K., & van Dijk, P. (2009). Lost sex. The Evolutionary Biology of
Parthenogenesis.
95. Schranz, M. E., Dobes, C., Koch, M. A., & Mitchell-Olds, T. (2005). Sexual
reproduction, hybridization, apomixis, and polyploidization in the genus Boechera (Brassicaceae). American Journal of Botany, 92(11), 1797-1810.
https://doi.org/10.3732/ajb.92.11.1797
96. Schranz, M. E., Kantama, L., de Jong, H., & Mitchell-Olds, T. (2006). Asexual
reproduction in a close relative of Arabidopsis: a genetic investigation of apomixis in Boechera (Brassicaceae). The New Phytologist, 171(2), 425-438.
https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.2006.01765.x
97. Sharbel, T F, & Mitchell-Olds, T. (2001). Recurrent polyploid origins and chloroplast
phylogeography in the Arabis holboellii complex (Brassicaceae). Heredity, 87(Pt 1), 59-68. https://doi.org/10.1046/j.1365-2540.2001.00908.x
98. Sharbel, T F, Mitchell-Olds, T., Dobes, C., Kantama, L., & de Jong, H. (2005).
Biogeographic distribution of polyploidy and B chromosomes in the apomictic Boechera holboellii complex. Cytogenetic and Genome Research, 109(1-3), 283-292.https://doi.org/10.1159/000082411
99. Sharbel, Timothy F, Voigt, M.-L., Corral, J. M., Galla, G., Kumlehn, J., Klukas, C., ...
Rotter, B. (2010). Apomictic and sexual ovules of Boechera display heterochronic global gene expression patterns. The Plant Cell, 22(3), 655-671.
https://doi.org/10.1105/tpc.109.072223
100. Song, B.-H., & Mitchell-Olds, T. (2007). High genetic diversity and population
differentiation in Boechera fecunda, a rare relative of Arabidopsis. Molecular Ecology, 16(19), 4079-4088. https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.2007.03500.x
101. Song, B.-H., Windsor, A. J., Schmid, K. J., Ramos-Onsins, S., Schranz, M. E., Heidel,
A. J., & Mitchell-Olds, T. (2009). Multilocus patterns of nucleotide diversity, population structure and linkage disequilibrium in Boechera stricta, a wild relative of Arabidopsis. Genetics, 181(3), 1021-1033.
https://doi.org/10.1534/genetics.108.095364
102. Spillane, C, Steimer, A., & Grossniklaus, U. (2001). Apomixis in agriculture: the quest
for clonal seeds. Sexual Plant Reproduction, 14(4), 179-187.
https://doi.org/10.1007/s00497-001-0117-1
103. Spillane, Charles, Curtis, M. D., & Grossniklaus, U. (2004). Apomixis technology
development-virgin births in farmers’ fields? Nature Biotechnology, 22(6), 687-691. https://doi.org/10.1038/nbt976
104. Stebbins, G. L. (1950). Variation and evolution in plants. Geoffrey Cumberlege.;
London.
105. Talent, N. (2009). Evolution of gametophytic apomixis in flowering plants: an
alternative model from Maloid Rosaceae. Theory in Biosciences = Theorie in Den Biowissenschaften, 128(2), 121-138. https://doi.org/10.1007/s12064-009-0061-4
106. Taskin, K. M., Turgut, K., & Scott, R. J. (2009). Somatic embryogenesis in apomict
Boechera holboellii. Acta Biologica Hungarica, 60(3), 301-307.
https://doi.org/10.1556/ABiol.60.2009.3.7
107. van Dijk, P. J., & Vijverberg, K. (2005). The significance of apomixis in the evolution of
the angiosperms: a reappraisal. Regnum Vegetabile, 143, 101.
108. Voigt-Zielinski, M.-L., Piwczynski, M., & Sharbel, T. F. (2012). Differential effects of
polyploidy and diploidy on fitness of apomictic Boechera. Sexual Plant Reproduction, 25(2), 97-109. https://doi.org/10.1007/s00497-012-0181-8
109. Vurture, G. W., Sedlazeck, F. J., Nattestad, M., Underwood, C. J., Fang, H., Gurtowski,
J., & Schatz, M. C. (2017). GenomeScope: fast reference-free genome profiling from short reads. Bioinformatics (Oxford, England), 33(14), 2202-2204.
https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btx153
110. Windham, M. D., & Al-Shehbaz, I. A. (2007). New and noteworthy species of Boechera
(Brassicaceae) III: Additional sexual diploids and apomictic hybrids. Harvard Papers in Botany, 12(1), 235-258.
111. Zhao, X., Bramsiepe, J., Van Durme, M., Komaki, S., Prusicki, M. A., Maruyama, D.,
... Schnittger, A. (2017). RETINOBLASTOMA RELATED1 mediates germline entry in Arabidopsis. Science (New York, N.Y.), 356(6336).
https://doi.org/10.1126/science.aaf6532
112. Zielezinski, A., Vinga, S., Almeida, J., & Karlowski, W. M. (2017). Alignment-free
sequence comparison: benefits, applications, and tools. Genome Biology, 18(1), 186. https://doi.org/10.1186/s13059-017-1319-7
113. Zimin, A. V, Margais, G., Puiu, D., Roberts, M., Salzberg, S. L., & Yorke, J. A. (2013).
The MaSuRCA genome assembler. Bioinformatics, 29(21), 2669-2677.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.



Подобные работы


©2025 Cервис помощи студентам в выполнении работ