Тип работы:
Предмет:
Язык работы:


Анализ состава и изменчивости кишечной микробиоты в группе близких видов литоральных моллюсков рода Littorina

Работа №136851

Тип работы

Бакалаврская работа

Предмет

биология

Объем работы59
Год сдачи2019
Стоимость4225 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
84
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


Введение 3
Обзор литературы 6
Симбионты как часть экологической ниши позвоночных и
беспозвоночных 6
Влияние кишечных симбионтов на метаболизм 7
Влияние кишечных симбионтов на эмбриональное и постнатальное развитие 10
Иммунные взаимодействия симбионтов с беспозвоночными хозяевами и защита от
паразитов 11
Влияние кишечных симбионтов на поведение 12
Моллюски рода Littorina как модельный объект для эволюционных исследований 14
Материалы и методы 19
Результаты и обсуждение 27
Выводы 46
Благодарности 48
Список использованной литературы 49
Рисунки и приложения

Литораль - это гетерогенная среда, характеризующаяся как вертикальными (от нижней к верхней литорали изменяются влажность, волновое воздействие, время осушки и пр.), так и горизонтальными (например, соленость в эстуариях рек) градиентами изменения значений абиотических факторов. Каждая из зон литорали обладает своими особенностями экологии и характерным спектром микробиотопов. Гетерогенность такой среды может выступать в качестве предпосылки к экологически-опосредованной специализации и видообразрванию. С этой точки зрения, все особенности экологической ниши, занимаемой определённой группировкой особей - комплекса биоценотических связей вида и факторов среды, включая не только пространственную компоненту, но и пищевые и иные отношения вида, - будут важны для понимания протекающих микроэволюционных процессов и всей эволюционной истории вида (Schluter 2009, Nosil 2012).
Моллюски рода Littorina- информативный модельный объект для эволюционных исследований. Эти гастроподы представлены комплексом криптических видов и экотипов, населяющих смежные в пространственном отношении и контрастных в экологическом отношении биотопах (Reid 1996, Galindo &Grahame 2014, Rolan-Alvarez et al. 2015). С одной стороны, среди моллюсков этого рода есть виды, с относительно недавней дивергенцией (~ 1 Mya; Reid, 2012), с другой - еще не дивергировавшие, но ясно специализированные субвидовые группы (экотипы; Boulding &Van Alstyne 1993, Johannesson et al. 1993, Hull et al. 1996, Reid 1996, Rolan-Alvarez & Johannesson 1997 и др.). В результате, группа предоставляет возможности для анализа ключевых эволюционных событий ad-hoc и post-hoc. Многие сравнительные аспекты морфологии, паразитологии, физиологии, репродуктивной биологии, транскриптомики и геномики данных видов детально охарактеризованы (Conde-Padln et al., 2009; Granovitch et al., 2009; Johannesson et al., 2010; Panova et al., 2011, 2014; Canback et al., 2012; Butlin et al., 2014; Ravinet et al., 2017 и др.). Однако детальная характеристика занимаемых экологических ниш, особенно, ее части, касающейся биоценотических связей, до сих пор имеет отрывочный, фрагментарный характер. Анализ комплекса микроорганизмов, с которыми разные виды и экотипы литторин, населяющие контрастные биотопы, формируют стабильные биоценотические взаимодействия - актуальная задача не только в области изучения литторин (регулярно проводимый с 1977 года Симпозиум по биологии и эволюции литторинид, ISOLBE, неизменно собирает более 100 исследователей со всего мира и вызывает живой интерес со стороны малакологических сообществ), но и с общебиологической точки зрения (поскольку за последние 30 лет литторины стали востребованным модельным объектом для эволюционных исследований).
Наиболее подробно охарактеризовать состав микробиома (микроорганизмов, объединенных биоценотическими связями) позволяют методы метабаркодинга, в частности, секвенирование вариабельных регионов генов малой субъединицы рибосомы с использованием технологии NGS. Применение указанного подхода открывает широкие возможности для исчерпывающих описаний про- и эукариотических сообществ на новом уровне (Valentini et al., 2016; Deiner et al., 2017 и др.).
В рамках комплексного проекта по реконструкции эволюционных процессов, протекающих или законченных в эволюционно недавнее время в популяциях моллюсков рода Littorina, подрод Neritrema,мы поставили целью:
используя метабаркодинг, качественно и количественно охарактеризовать биотическую компоненту экологических ниш нескольких видов литоральных моллюсков рода Littorina, в частности, сообщества эукариотических микроорганизмов, представляющих собой потенциальный пищевой субстрат и основу для кишечных сообществ, а также оценить влияние факторов "тип биотопа", "географический регион", "вид моллюска" на характеристики этих сообществ.
Для достижения этой цели был сформулирован ряд задач:
1. Произвести сбор моллюсков 3 видов литторин: L. saxatilisтрех морфотипов (крабовая форма ( C), верхняя ( WH) и нижняя (WL) скальные формы, L. fabalis, L.littoreaс последующей препаровкой средних и задних отделов кишечника, а также получить соскобы биопленок с поверхности четырех различных субстратов: верхняя и нижняя зоны прибойных скал, валуны и талломы Fucus vesiculosus) в двух точках на побережье Северного моря.
2. Амплифицировать фрагмент 18S-рДНК-гена и приготовить баркодированные библиотеки для секвенирования на платформе Illumina MiSeq для качественной и количественной оценки состава эукариотической компоненты сообществ (50 образцов).
3. Произвести биоинформатический анализ полученных данных секвенирования в пакете программного обеспечения Mothur (https://www.mothur.org/): сформировать операционные таксономические единицы (OTU), провести BLAST-анализ их таксономической принаждлежности, описать состав сообществ мироскопических организмов присутствующих в кишечнике моллюсков и на субстратах в различных типах биотопов.
4. Используя комплекс методов статистического анализа в программной среде R оценить влияние факторов "тип биотопа", "географический регион", "вид моллюска" на характеристики кишечных сообществ

Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании работ!


1. В составе исследованных эукариотических сообществ микроскопических организмов литоральной зоны Северного моря, в первую очередь, представлены следующие таксоны: Rhodophyta (Florideophycea), Ascomycota, Chlorophyta, Cilliophora, Ochrophyta, Arthropoda (Maxillopoda) и Eucaryota unclassified.
2. Общий уровень разнообразия видов в сообществах и обилие отдельных видов в них в средовых образцах ожидаемо выше, чем в сообществах кишечника литторин.
3. Степень вариабельности средовых сообществ существенно выше, чем кишечных; эти сообщества характеризуются разными наборами доминантных таксонов, что в совокупности указывает, с одной стороны, на различия условий обитания литторин разных экотипов; а с другой - на возможность наличия избирательности при питании литторин.
4. Состав кишечных сообществ у моллюсков 3 разных видов (L. fabalis, L. littorea и L. saxatilis), населяющих общий биотоп (нижняя зона каменистой литорали) более сходен, чем таковой трех экотипов L. saxatilis, населяющих разные биотопы.
5. L. fabalis демонстрирует несколько отдельный композиционный паттерн состава кишечного сообщества в сравнении с L. litt orea и L. saxatilis, что вероятно, связано с микробиотопическими предпочтениями этого вида и согласуется с описанными ранее пищевыми предпочтениями данного вида.
6. Присутствие и обилие ДНК представителей Arthropoda и Chlorophyta в средовых и
кишечных образцах носит неупорядоченный характер и не коррелирует определенно ни с типом биотопа, ни с видом моллюска.
7. Сравнительный анализ состава средовых и кишечных образцов позволяет предполагать преимущественное потребление группы Hildenbrandiophycidae всеми исследованными видами и во всех исследованных биотопах.
8. Сравнительный анализ состава средовых и кишечных образцов позволяет предполагать преимущественное потребление группы Hildenbrandiophycidae всеми исследованными видами и во всех исследованных биотопах, что никогда ранее не документировалось исследователями.
9. В исследованных биотопах зарегистрировано избирательное накопление в кишечнике литторин представителей Conthreep (Intramacronucleata, Cilliophora), потенциально представляющих симбиотические (в том числе, паразитические) организмы.



1. Agrios, George (2005). Plant Pathology. Elsevier. p. 409.
2. Akman, L., Yamashita, A., Watanabe, H., Oshima, K., Shiba, T., Hattori, M., & Aksoy, S. (2002). Genome sequence of the endocellular obligate symbiont of tsetse flies, Wigglesworthia glossinidia. Nature Genetics, 32(3), 402-407.
3. Amato, K. R. (2016). Incorporating the gut microbiota into models of human and non-human primate ecology and evolution. American Journal of Physical Anthropology, 159, 196-215
4. Anderson, I. (2001). A new method for non parametric multivariate analysis of variance. Austral Ecology, 26(2001), 32-46.
5. Archie, E. A., & Tung, J. (2015). Social behavior and the microbiome. Current Opinion in Behavioral Sciences, 6, 28-34.
6. Attardo, G. M., Lohs, C., Heddi, A., Alam, U. H., Yildirim, S., & Aksoy, S. (2008). Analysis of milk gland structure and function in Glossina morsitans: Milk protein production, symbiont populations and fecundity. Journal of Insect Physiology, 54(8), 1236-1242.
7. Bojko, J., Grahame, J. W., & Dunn, A. M. (2017). Periwinkles and parasites: the occurrence and phenotypic effects of parasites in Littorina saxatilis and L. arcana in northeastern England. Journal of Molluscan Studies, $3(1), 69-78.
8. Bordenstein, S. R., & Theis, K. R. (2015). Host biology in light of the microbiome: Ten principles of holobionts and hologenomes. PLoS Biology, 13(8), 1-23.
9. Butlin, R. K., Saura, M., Charrier, G., Jackson, B., Andre, C., Caballero, A. & Kemppainen, P. (2014). Parallel evolution of local adaptation and reproductive isolation in the face of gene flow. Evolution, 68(4), 935-949.
10. Calado, R; Olivotto, I; Planas Oliver, M; Holt, JG. (2017). Chapter 19.2.4: Brooklynella hostilis. Marine Ornamental Species Aquaculture. John Wiley & Sons.
11. Canback B, Andre C, Galindo J, Johannesson K, Johansson T, Panova, M, et al. The Littorina sequence database (LSD)-an online resource for genomic data. Mol Ecol Resour. 2012; 12(1): 142-148.
12. Ceja-navarro, J. A., Vega, F. E., Karaoz, U., Hao, Z., Jenkins, S., Lim, H. C., Brodie, E. L. (2015). Gut microbiota mediate caffeine detoxification in the primary insect pest of coffee. Nature Communications, 6(May), 1-9.
13. Conde-Padin P, Caballero A, Rolan-Alvarez E. Relative role of genetic determination and plastic response during ontogeny for shell-shape traits subjected to diversifying selection. EvolutionInt JOrg Evolution. 2009; 63(5): 1356-1363.
14. Cryan, J. F., & Dinan, T. G. (2015). More than a Gut Feeling: The Microbiota Regulates Neurodevelopment and Behavior. Neuropsychopharmacology, 40(1), 241-242.
15. Degnan, P. H., & Moran, N. A. (2008). Diverse phage-encoded toxins in a protective insect endosymbiont. Applied and Environmental Microbiology, 74(21), 6782-6791.
16. Degnan, P. H., Yu, Y., Sisneros, N., Wing, R. A., & Moran, N. A. (2009). Hamiltonella defensa, genome evolution of protective bacterial endosymbiont from pathogenic ancestors. Proceedings of the National Academy of Sciences, 106(22), 9063-9068.
17. Deiner, K., Bik, H. M., Machler, E., Seymour, M., Lacoursiere-Roussel, A., Altermatt, F.,& Pfrender, M. E. (2017). Environmental DNA metabarcoding: Transforming how we survey animal and plant communities. Molecular ecology, 26(21), 5872-5895.
18. Desbonnet, L., Clarke, G., Shanahan, F., Dinan, T. G., & Cryan, J. F. (2014). Microbiota is essential for social development in the mouse. Molecular Psychiatry.
19. Dethier, M. N. (1994). The ecology of intertidal algal crusts: variation within a functional group. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology.
20. Douglas, A. E. (2014). Multiorganismal Insects: Diversity and Function of Resident Microorganisms. Annual Review of Entomology, 60(1), 17-34.
21. Engel, P., & Moran, N. A. (2013). The gut microbiota of insects - diversity in structure and function. FEMS Microbiology Reviews, 37(5), 699-735.
22. Ferreira, S. H., Moncada, S., & Vane, J. R. (1971). Nature Publishing Group. Nature, 232(5313), 655-657.
23. Flint, H. J., Scott, K. P., Duncan, S. H., Louis, P., & Forano, E. (2012). Microbial degradation of complex carbohydrates in the gut © 2012 Landes Bioscience Gut Microbes, 3:4(August), 289-306.
24. Foster, J. A., & McVey Neufeld, K. A. (2013). Gut-brain axis: How the microbiome influences anxiety and depression. Trends in Neurosciences, 36(5), 305-312.
25. Freeland, W. J, & Janzen, D. H. (1974). Strateges in Herbivory By Mammals: the Role of Plant Secondary Compounds. The American Naturalist 108(961), 269-289.
26. Galindo, Juan and John W. Grahame. (2014). “Ecological Speciation and the Intertidal Snail Littorina Saxatilis. Advances in Ecology 2014:9. Retrieved (http://www.hindawi.com/journals/ae/2014/239251/).
27. Gerardo, N. M., Altincicek, B., Anselme, C., Atamian, H., Barribeau, S. M., De Vos, M., & Heddi, A. (2010). Immunity and other defenses in pea aphids, Acyrthosiphon pisum. Genome biology, 11(2), R21.
28. Gilmore, R., Hutchins, S., Zhang, X., & Vallender, E. (2019). MicrobiomeR: An R Package for Simplified and Standardized Microbiome Analysis Workflows. Journal of Open Source Software, 4(35), 1299.
29. Gower J. C. (1966) Some distance properties of latent root and vector methods used in multivariate analysis Biometrika. 53 (3-4), 325-338.
30. Granovitch A.I., Mikhailova N.A. (2004) Rocky shore trematodes of the west coast of Sweden: distribution and life cycle strategies. Acta Parasitologica, 49(3), 228-236.
31. Granovitch AI, Yagunova EB, Maximovich AN, Sokolova IM. (2009) Elevated female fecundity as a possible compensatory mechanism in response to trematode infestation in populations of Littorina saxatilis (Olivi). Int JParasitol. 39(9): 1011-1019.
32. Granovitch, Andrei I., Alexei N. Maximovich, Alina V. Avanesyan, Zinaida I. Starunova, &Natalia A. Mikhailova. (2013). Micro-Spatial Distribution of Two Sibling Periwinkle Species across the Intertidal Indicates Hybrdization. Genetica 141(7-9): 293-301
33. Hansen, A. K., & Moran, N. A. (2011). Aphid genome expression reveals host-symbiont cooperation in the production of amino acids. Proceedings of the National Academy of Sciences, 108(7), 2849-2854.
34. Heams, T., Lecointre, G., Huneman, P., & Silberstein, M. (2015). Handbook of Evolutionary Thinking in the Sciences.
35. Hogenhout, S. A., Ammar, E.-D., Whitfield, A. E., & Redinbaugh, M. G. (2008). Insect Vector Interactions with Persistently Transmitted Viruses. Annual Review of Phytopathology, 46(1), 327-359.
36. Holm, S. (1979). A Simple Sequentially Rejective Multiple Test Procedure. Scandinavian Journal of Statistics, 6(2), 65-70.
37. Hsiao EY, McBride SW, Hsien S, Sharon G, Hyde ER, McCue T et al (2013). Microbiota modulate behavioral and physiological abnormalities associated with neurodevelopmental disorders. Cell.
38. Hull, S. L., J. Grahame, and P. J.Mill (1996) Morphological Divergence and Evidence for Reproductive Isolation in Littorina Saxatilis (Olivi) Northeast England Journal of Molluscan Studies 62(1):89-99.
39. Hull, S. L., J. Grahame, and P. J.Mill. (1996) Morphological Divergence and Evidence for Reproductive Isolation in Littorina Saxatilis (Olivi). Northeast England Journal of Molluscan Studies 62(1):89-99.
40. Jari Oksanen, F. Guillaume Blanchet, Michael Friendly, Roeland Kindt, Pierre Legendre, Dan McGlinn, Peter R. Minchin, R. B. O'Hara, Gavin L. Simpson, Peter Solymos, M. Henry H. Stevens, Eduard Szoecs and Helene Wagner (2019). vegan: Community Ecology Package. R package version 2.5-4. https://CRAN.R-project.org/package=vegan
41. Johannesson K, Johannesson B, Lundgren U. (1995) Strong natural selection causes microscale allozyme variation in a marine snail. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA 92: 2602-2606.
42. Johannesson K, Panova M, Kemppainen P, Andre C, Rolan-Alvarez E, Butlin RK. (2010) Repeated evolution of reproductive isolation in a marine snail: unveiling mechanisms of speciation. Philos Trans Royal Soc B. 365(1547): 1735-1747
43. Johannesson K, Tatarenkov A. (1997) Allozyme variation in a snail (Littorina saxatilis) - deconfounding the effects of microhabitat and gene flow. Evolution 51: 402-409
44. Johannesson, Bo. (1986) Shell Morphology of Littorina Saxatilis Olivi: The Relative Importance of Physical Factors and Predation. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 102(2-3):183-195.
45. Johannesson, Kerstin, Bo Johannesson, and Ullika Lundgren. (1995). Strong Natural Selection Causes Microscale Allozyme Variation in a Marine Snail.Evolution 92(September):2602-6.
46. Kamada, N., Seo, S. U., Chen, G. Y., & Nunez, G. (2013). Role of the gut microbiota in immunity and inflammatory disease. Nature Reviews Immunology, 13(5), 321-335.
47. Kofoid, C. A. (1903). On the Structure of Protophrya ovicola: a ciliate infusorian from the brood-sac of Littorina rudis Don.
48. Kohl, K. D., Weiss, R. B., Cox, J., Dale, C., & Dearing, M. D. (2014). Gut microbes of mammalian herbivores facilitate intake of plant toxins. Ecology Letters, 17(10), 1238-1246.
49. Kohl, K. D., Weiss, R. B., Cox, J., Dale, C., & Dearing, M. D. (2014). Gut microbes of mammalian herbivores facilitate intake of plant toxins. Ecology Letters, 17(10), 1238-1246.
50. Koura, E. A., Grahame, J., Owen, R. W., & Kamel, E. G. (1990). Digyalum oweni, gen. nov., sp. nov., a new and unusual gregarin protozoan from the gut of mollusc Littorina obtusata (Prosobranchia: Gastropoda). Journal of the Egyptian Society of Parasitology, 20(1), 53-59.
51. Kruskal, J.B. (1964). Multidimensional scaling by optimizing goodness-of-fit to a nonmetric hypothesis. Psychometrika 29, 1--28.
52. Laughton, A. M., Garcia, J. R., Altincicek, B., Strand, M. R., & Gerardo, N. M. (2011). Characterisation of immune responses in the pea aphid, Acyrthosiphon pisum. Journal of insect physiology, 57(6), 830-839.
53. Lizd, A., McKay, R., & Lewis, Z. (2013). Gut microbiota and kin recognition. Trends in Ecology and Evolution, 28(6), 325-326.
54. Long, J. D., Hamilton, R. S., & Mitchell, J. L. (2007). Asymmetric competition via induced resistance: specialist herbivores indirectly suppress generalist preference and populations. Ecology, 88(5), 1232-1240.
55. Lotze, H. K., & Worm, B. (2000). Variable and complementary effects of herbivores on different life stages of bloom-forming macroalgae. Marine Ecology Progress Series, 200, 167-175.
56. Lubchenco, J. 1980. Algal zonation in New England rocky intertidal community: an experimental analysis. Ecology 61: 333-344.
57. MacArthur, R. (1955). Fluctuations of Animal Populations and a Measure of Community Stability. Ecology, 36(3), 533.
58. Macke, E., Tasiemski, A., Massol, F., Callens, M., & Decaestecker, E. (2017). Life history and eco-evolutionary dynamics in light of the gut microbiota. Oikos, 126(4),508-531.
59. Martin M. (1994). Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet.Journal, 17(1), 10-12. Retrieved from
https://journal. embnet. org/index.php/embnetjournal/article/view/200/479
60. Mcmurdie, P. J., & Holmes, S. (2013). phyloseq : An R Package for Reproducible Interactive Analysis and Graphics of Microbiome Census Data. 8(4).
61. McQuaid, C. D. (1996). Biology of the gastropod family Littorinidae. II. Role in the ecology of intertidal and shallow marine ecosystems. Oceanography and Marine Biology: an Annual Review.
62. Morris, E. J., & Van Gylswyk, N. O. (1980). Comparison of the action of rumen bacteria on cell walls from eragrostis tef. The Journal of Agricultural Science, 95(2), 313-323.
63. Moya, A., Pereto, J., Gil, R., & Latorre, A. (2008). Learning how to live together: genomic insights into prokaryote-animal symbioses. Nature Reviews Genetics, 9(3), 218.
64. Nosil P. (2012) Ecological speciation. Oxford University Press: Oxford, UK. 304 p.
65. O'Hara, A. M., & Shanahan, F. (2006). The gut flora as a forgotten organ. EMBO reports, 7(7), 688-693.
66. Oliver, K. M., Moran, N. A., & Hunter, M. S. (2006). Costs and benefits of a superinfection of facultative symbionts in aphids. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 273(1591), 1273-1280.
67. Oxford, A. E. (1955). The rumen ciliate protozoa: their chemical composition, metabolism, requirements for maintenance and culture, and physiological significance for the host. Experimental parasitology, 4(6), 569-605.
68. Panova M, Blakeslee AM, Miller AW, Makinen T, Ruiz GM, Johannesson K, et al. (2011) Glacial history of the North Atlantic marine snail, Littorina saxatilis, inferred from distribution of mitochondrial DNA lineages. PLoS One. 6(3): e17511
69. Panova M, Johansson T, Canback B, Bentzer J, Rosenblad MA, Johannesson K, et al. (2014) Species and gene divergence in Littorina snails detected by array comparative genomic hybridization. BMC Genomics. 15(1): 687.
70. Poinar, G. O. (2009). Description of an early Cretaceous termite (Isoptera: Kalotermitidae) and its associated intestinal protozoa, with comments on their co-evolution. Parasites & Vectors, 2(1), 12.
71. Qin, J., Li, R., Raes, J., Arumugam, M., Burgdorf, S., Manichanh, C., Yang, H. (2013). A human gut microbial gene catalog established by metagenomic sequencing. Europe PMC Funders Author Manuscripts leiljl^), 59-65.
72. Ravinet, M., Westram, A., Johannesson, K., Butlin, R., Andre, C., & Panova, M. (2016). Shared and nonshared genomic divergence in parallel ecotypes of Littorina saxatilis at a local scale. Molecular ecology, 25(1), 287-305.
73. Reid D.G. (1996). Systematics and Evolution of Littorina. Ray Society,London.
74. Reid, D. G., Dyal, P., & Williams, S. T. (2012). A global molecular phylogeny of 147 periwinkle species (Gastropoda, Littorininae). Zoologica Scripta, 41(2), 125-136.
75. Rolan-Alvarez, E., Austin, C., & Boulding, E. G. (2015). The contribution of the genus Littorina to the field of evolutionary ecology. Oceanography and Marine Biology: an annual review, 53, 157-214.
76. Rolan-Alvarez, Emilio, Kerstin Johannesson, and Johan Erlandsson (1997) The Maintenance of a Cline in the Marine Snail Littorina Saxatilis: The Role of Home Site Advantage and Hybrid Fitness.Evolution 1838-47.
77. Schluter, D. (2009). Evidence for ecological speciation and its alternative. Science, 323(5915), 737-741.
78. Shannon, C. E., & Weaver, W. (1964). The Mathematical theory of communication. The University of Illinois Press. Urbana.
79. Shapira, M. (2016). Gut Microbiotas and Host Evolution: Scaling Up Symbiosis. Trends in Ecology and Evolution, 31(7), 539-549.
80. Sharon, G., Segal, D., Ringo, J. M., Hefetz, A., Zilber-Rosenberg, I., & E., R. (2010). Commensal bacteria play a role in mating preference of Drosofila melanogaster. PNAS, 107(46), 20051-20056.
81. Sokolova, I. M. (1995). Embryonic abnormalities in populations of Littorina saxatilis (Olivi)(Gastropoda: Prosobranchia) in the White Sea. Journal of molluscan studies, 61(3), 303-311.
82. Sommer, F., & Backhed, F. (2013). The gut microbiota-masters of host development and physiology. Nature Reviews Microbiology, 11(4), 227-238.
83. Thong-On, A., Suzuki, K., Noda, S., Inoue, J., Kajiwara, S., & Ohkuma, M. (2012). Isolation and Characterization of Anaerobic Bacteria for Symbiotic Recycling of Uric Acid Nitrogen in the Gut of Various Termites. Microbes and Environments, 27(2), 186-192.
84. Trussell, G. C., Ewanchuk, P. J., & Bertness, M. D. (2002). Field evidence of trait- mediated indirect interactions in a rocky intertidal food web. Ecology Letters, 5(2), 241-245.
85. Valentini, A., Taberlet, P., Miaud, C., Civade, R., Herder, J., Thomsen, P. F., ... & Gaboriaud, C. (2016). Next-generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Molecular Ecology, 25(4), 929-942.
86. Valles-Colomer, M., Falony, G., Darzi, Y., Tigchelaar, E. F., Wang, J., Tito, R. Y., ... Raes, J. (2019). The neuroactive potential of the human gut microbiota in quality of life and depression. Nature Microbiology, 4(4), 623-632.
87. Vettraino, A. M.; Morel, O.; Perlerou, C.; Robin, C.; Diamandis, S.; Vannini, A. (2005). "Occurrence and distribution of Phytophthora species in European chestnut stands, and their association with Ink Disease and crown decline". European Journal of Plant Pathology. 111 (2): 169-180.
88. Wang, Y., Tian, R. M., Gao, Z. M., Bougouffa, S., & Qian, P. (2014). Optimal Eukaryotic 18S and Universal 16S / 18S Ribosomal RNA Primers and Their Application in a Study of Symbiosis. 9(3).
89. Watson, D. C., & Norton, T. A. (1985). Dietary preferences of the common periwinkle, Littorinalittorea (L.). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 88(3),193-211.
90. Watson, D. C., & Norton, T. A. (1987). The habitat and feeding preferences of Littorina obtusata (L.) and L.mariae Sacchi et Rastelli. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 112(1), 61-72.
91. Weiss, B., & Aksoy, S. (2011). Microbiome influences on insect host vector competence. Trends in Parasitology, 27(11), 514-522.
92. Westram, A. M., Galindo, J., Alm Rosenblad, M., Grahame, J. W., Panova, M., & Butlin, R. K. (2014). Do the same genes underlie parallel phenotypic divergence in different L ittorina saxatilis populations?. Molecular ecology, 25(18), 4603-4616.
93. Whittaker R.H. (1970) Communities and ecosystems. N.-Y.: London: Macmillan.,- 162 p
94. Williams, G. A. (1990). Littorina mariae—a factor structuring low shore communities?. Hydrobiologia, 193(1), 139-146.
95. Wilson, A. C., Ashton, P. D., Calevro, F., Charles, H., Colella, S., Febvay, G., ... & Thomas, G. H. (2010). Genomic insight into the amino acid relations of the pea aphid, Acyrthosiphon pisum, with its symbiotic bacterium Buchnera aphidicola. Insect molecular biology, 19, 249-258.
96. Гранович А. И. (2016) От систем паразит-хозяин к паразитарным системам. Взаимодействие моллюсков рода Littorina с паразитирующими в них трематодами. Зоологический журнал, 95(3): 252-266.
97. Гранович, А. И., Михайлова, H. A., Знаменская, О. & Петрова, Ю. А. (2004). Видовой состав моллюсков рода Littorina (Gastropoda, Prosobranchia) Восточного Мурмана. Зоологический журнал., 55(11), 1305-1317.
98. Янковский А.В., (1973). Паразитические Ciliophora. Паразитология, vii, 3, 197 3. 214-219.
99. Ященко, В. В. & Гранович, А. И. (2002). Littorina fabalis (Turton, 1825): еще один вид литоральных гастропод Белого моря. Вестник Санкт-Петербургского Университета. Серия 3: Биология, 4(27), 34-45.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.



Подобные работы


©2025 Cервис помощи студентам в выполнении работ