Помощь студентам в учебе
Анализ фенотипических проявлений мутаций в симбиотическом гене гороха Sym40, кодирующем ключевой регулятор развития азотфиксирующего клубенька
|
Список сокращений 4
Глава 1. Введение 5
Глава 2. Обзор литературы: Бобово-ризобиальный симбиоз как пример эффективных ассоциаций организмов в природе 7
2.1. Особенности ризобий в качестве объекта исследований 7
2.1.1. Общая характеристика представителей семейства Rhizobiaceae 7
2.1.2. Механизм работы нитрогеназы 8
2.2. Образование симбиотического клубенька 9
2.2.1. Влияние Nod-факторов на специфичность симбиоза 9
2.2.2. Ключевые этапы сигнального каскада инфекции 11
2.2.3. Инфекционный процесс и органогенез клубенька 12
2.2.4. Типы онтогенеза клубенька 15
2.2.5. Симбиотический процесс и мутации, приводящие к его нарушению 16
2.3. Роль фитогормонов в процессе образования клубенька 17
2.3.1. Цитокинины 18
2.3.2. Ауксин 18
2.3.3. Абсцизовая кислота 19
2.3.4. Другие фитогормоны 20
2.4. Процессы, протекающие в клубеньке 21
2.4.1. Ассимиляция аммония 21
2.4.2. Механизмы защиты нитрогеназы 21
2.5. Горох посевной как объект изучения бобово-ризобиального симбиоза 23
2.5.1. Общая характеристика 23
2.5.2. Ген EFD,кодирующий ключевой регулятор процесса клубенькообразования 23
2.5.3. Ген Sym40 — ортолог гена EFDу Pisum sativum 24
Глава 3. Материалы и методы 26
3.1. Объекты исследования 26
3.2. Условия культивирования штаммов Rhizobium leguminosarum bv. viciae 27
3.3. Методика выделения бактерий из клубеньков 27
3.4. Состав питательного раствора без азота 27
3.5. Условия выращивания растений и инокуляция 28
3.6. Условия выращивания растений в сосудах с почвой 28
3.7. Условия выращивания растений в стерильных контейнерах 29
3.8. Условия выращивания растений при исследовании влияния температуры на
клубенькообразование 30
3.9. Методика анализа гистологической структуры клубеньков с использованием тонких срезов 30
3.10. Методика анализа гистологической структуры клубеньков с использованием
полутонких срезов 32
3.11. Методика выращивания и обработки растений синтетическим аналогом цитокининов 33
3.12. Методика иммунолокализации абсцизовой кислоты 34
Глава 4. Результаты и обсуждение 35
4.1. Обоснование выбора модели для исследования 35
4.2. Анализ штаммов различного географического происхождения 35
4.3. Анализ клубенькообразования при выращивании опытных образцов в различных
типах почв 38
4.4. Анализ эффективных изолятов ризобий 39
4.5. Анализ влияния температуры на клубенькообразование 42
4.6. Анализ влияния обработки синтетическим цитокинином на проявление мутантного
фенотипа 44
4.7. Иммунолокализация абсцизовой кислоты 45
Выводы 52
Список литературы 53
Глава 1. Введение 5
Глава 2. Обзор литературы: Бобово-ризобиальный симбиоз как пример эффективных ассоциаций организмов в природе 7
2.1. Особенности ризобий в качестве объекта исследований 7
2.1.1. Общая характеристика представителей семейства Rhizobiaceae 7
2.1.2. Механизм работы нитрогеназы 8
2.2. Образование симбиотического клубенька 9
2.2.1. Влияние Nod-факторов на специфичность симбиоза 9
2.2.2. Ключевые этапы сигнального каскада инфекции 11
2.2.3. Инфекционный процесс и органогенез клубенька 12
2.2.4. Типы онтогенеза клубенька 15
2.2.5. Симбиотический процесс и мутации, приводящие к его нарушению 16
2.3. Роль фитогормонов в процессе образования клубенька 17
2.3.1. Цитокинины 18
2.3.2. Ауксин 18
2.3.3. Абсцизовая кислота 19
2.3.4. Другие фитогормоны 20
2.4. Процессы, протекающие в клубеньке 21
2.4.1. Ассимиляция аммония 21
2.4.2. Механизмы защиты нитрогеназы 21
2.5. Горох посевной как объект изучения бобово-ризобиального симбиоза 23
2.5.1. Общая характеристика 23
2.5.2. Ген EFD,кодирующий ключевой регулятор процесса клубенькообразования 23
2.5.3. Ген Sym40 — ортолог гена EFDу Pisum sativum 24
Глава 3. Материалы и методы 26
3.1. Объекты исследования 26
3.2. Условия культивирования штаммов Rhizobium leguminosarum bv. viciae 27
3.3. Методика выделения бактерий из клубеньков 27
3.4. Состав питательного раствора без азота 27
3.5. Условия выращивания растений и инокуляция 28
3.6. Условия выращивания растений в сосудах с почвой 28
3.7. Условия выращивания растений в стерильных контейнерах 29
3.8. Условия выращивания растений при исследовании влияния температуры на
клубенькообразование 30
3.9. Методика анализа гистологической структуры клубеньков с использованием тонких срезов 30
3.10. Методика анализа гистологической структуры клубеньков с использованием
полутонких срезов 32
3.11. Методика выращивания и обработки растений синтетическим аналогом цитокининов 33
3.12. Методика иммунолокализации абсцизовой кислоты 34
Глава 4. Результаты и обсуждение 35
4.1. Обоснование выбора модели для исследования 35
4.2. Анализ штаммов различного географического происхождения 35
4.3. Анализ клубенькообразования при выращивании опытных образцов в различных
типах почв 38
4.4. Анализ эффективных изолятов ризобий 39
4.5. Анализ влияния температуры на клубенькообразование 42
4.6. Анализ влияния обработки синтетическим цитокинином на проявление мутантного
фенотипа 44
4.7. Иммунолокализация абсцизовой кислоты 45
Выводы 52
Список литературы 53
На сегодняшний день одним из основных компонентов интенсивного земледелия является применение минеральных удобрений. Однако их широкое использование наносит серьезный урон окружающей среде (Mahanty et al.,2016). Также производство минеральных удобрений является энергоемким, поэтому в последние десятилетия активно развивается «адаптивное», «устойчивое» (от англ. sustainable) сельское хозяйство, направленное на производство экологически чистой продукции (Lal, 2008; Conway, Barbier, 2013; Altieri, 2018). Большой интерес в развитии адаптивного сельского хозяйства может представлять широкое использование генетических ресурсов микроорганизмов (Tikhonovich, Provorov, 2011).
При развитии симбиотических отношений между растениями и микроорганизмами наблюдается интеграция геномов макро- и микросимбионтов, что значительно повышает адаптационный потенциал растений (Тихонович и др., 2015). Бобово-ризобиальный симбиоз является одной из наиболее перспективных растительно-микробных систем для использования в адаптивном сельском хозяйстве (Tikhonovich, Provorov, 2011; de Vries, Bardgett, 2012; Rubiales, Mikic, 2015; Stagnari et al., 2017).
Наиболее распространенный тип бобово-ризобиального симбиоза формируется в результате взаимодействия а-протеобактерий, принадлежащих к порядку Rhizobiales (Kuykendall, 2015a), с представителями семейства Fabaceae (Brewin, 1991). Эти взаимоотношения являются очень продуктивными для растений, которые получают большое количество фиксированного атмосферного азота. Некоторые зернобобовые культуры, например, люцерна посевная (Medicago sativa L.), потенциально способны получать за сезон до 550 кг азота (Provorov, Tikhonovich, 2003). Успешность азотфиксации обеспечивается в результате развития на корнях бобовых растений специализированного органа — симбиотического клубенька, в котором создаются оптимальные условия для функционирования основного фермента фиксации азота — нитрогеназы (Oldroyd, 2013).
Наряду с огромной значимостью для сельского хозяйства данный тип симбиотических взаимоотношений представляет собой очень ценную модель для изучения различных аспектов функционирования эукариотической клетки, поскольку симбиотический клубенек является факультативном органом для растения; соответственно, возможно получение и изучение проявлений различных мутаций, нарушающих его развитие .
В настоящее время выявлено большое количество генов, контролирующих развитие и функционирование симбиотического клубенька (Цыганов, 2018). Тем не менее, многие аспекты работы этих генов остаются недостаточно изученными.
Таким образом, целью данной работы являлось изучение фенотипических проявлений мутаций в симбиотическом гене гороха Sym40,играющем важную роль в процессах развития клубенька.
Для решения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:
1. Провести поиски штаммов, супрессирующих фенотипические проявления мутаций по гену гороха PsSym40.
1.1. Проанализировать способность серии эффективных штаммов различного географического происхождения Rhizobium leguminosarum bv. viciaeиз Ведомственной коллекции полезных микроорганизмов сельскохозяйственного назначения (ВКСМ) формировать клубеньки на исходной линии SGE и мутантных линиях SGEFix--1 (sym40-1)и SGEFix--6 (sym40-2)и провести анализ фенотипа формируемых клубеньков.
1.2. Проанализировать клубенькообразование у мутантных линий SGEFix--1 (sym40-1} и SGEFix--6 (sym40-2), выращенных в почвах различного географического происхождения.
1.3. Проанализировать способность серии изолятов R leguminosarum,
супрессирующих симбиотические мутации гороха Pssym26и Pssym27,формировать клубеньки на мутантных линиях SGEFix--1 (sym40-R)и SGEFix -6 (sym40-2).
2. Проанализировать температурозависимость проявления мутантных фенотипов у линий гороха SGEFix--1 (sym40-1)и SGEFix--6 (sym40-2).
3. Проанализировать влияние синтетического аналога цитокинина (Б АП) на проявление мутантного фенотипа у линии гороха SGEFix--1 (sym40-R).
4. Провести иммунолокализацию стрессового гормона — абсцизовой кислоты в симбиотических клубеньках гороха линии дикого типа SGE и мутантной линии SGEFix--1 (sym40-1).
При развитии симбиотических отношений между растениями и микроорганизмами наблюдается интеграция геномов макро- и микросимбионтов, что значительно повышает адаптационный потенциал растений (Тихонович и др., 2015). Бобово-ризобиальный симбиоз является одной из наиболее перспективных растительно-микробных систем для использования в адаптивном сельском хозяйстве (Tikhonovich, Provorov, 2011; de Vries, Bardgett, 2012; Rubiales, Mikic, 2015; Stagnari et al., 2017).
Наиболее распространенный тип бобово-ризобиального симбиоза формируется в результате взаимодействия а-протеобактерий, принадлежащих к порядку Rhizobiales (Kuykendall, 2015a), с представителями семейства Fabaceae (Brewin, 1991). Эти взаимоотношения являются очень продуктивными для растений, которые получают большое количество фиксированного атмосферного азота. Некоторые зернобобовые культуры, например, люцерна посевная (Medicago sativa L.), потенциально способны получать за сезон до 550 кг азота (Provorov, Tikhonovich, 2003). Успешность азотфиксации обеспечивается в результате развития на корнях бобовых растений специализированного органа — симбиотического клубенька, в котором создаются оптимальные условия для функционирования основного фермента фиксации азота — нитрогеназы (Oldroyd, 2013).
Наряду с огромной значимостью для сельского хозяйства данный тип симбиотических взаимоотношений представляет собой очень ценную модель для изучения различных аспектов функционирования эукариотической клетки, поскольку симбиотический клубенек является факультативном органом для растения; соответственно, возможно получение и изучение проявлений различных мутаций, нарушающих его развитие .
В настоящее время выявлено большое количество генов, контролирующих развитие и функционирование симбиотического клубенька (Цыганов, 2018). Тем не менее, многие аспекты работы этих генов остаются недостаточно изученными.
Таким образом, целью данной работы являлось изучение фенотипических проявлений мутаций в симбиотическом гене гороха Sym40,играющем важную роль в процессах развития клубенька.
Для решения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:
1. Провести поиски штаммов, супрессирующих фенотипические проявления мутаций по гену гороха PsSym40.
1.1. Проанализировать способность серии эффективных штаммов различного географического происхождения Rhizobium leguminosarum bv. viciaeиз Ведомственной коллекции полезных микроорганизмов сельскохозяйственного назначения (ВКСМ) формировать клубеньки на исходной линии SGE и мутантных линиях SGEFix--1 (sym40-1)и SGEFix--6 (sym40-2)и провести анализ фенотипа формируемых клубеньков.
1.2. Проанализировать клубенькообразование у мутантных линий SGEFix--1 (sym40-1} и SGEFix--6 (sym40-2), выращенных в почвах различного географического происхождения.
1.3. Проанализировать способность серии изолятов R leguminosarum,
супрессирующих симбиотические мутации гороха Pssym26и Pssym27,формировать клубеньки на мутантных линиях SGEFix--1 (sym40-R)и SGEFix -6 (sym40-2).
2. Проанализировать температурозависимость проявления мутантных фенотипов у линий гороха SGEFix--1 (sym40-1)и SGEFix--6 (sym40-2).
3. Проанализировать влияние синтетического аналога цитокинина (Б АП) на проявление мутантного фенотипа у линии гороха SGEFix--1 (sym40-R).
4. Провести иммунолокализацию стрессового гормона — абсцизовой кислоты в симбиотических клубеньках гороха линии дикого типа SGE и мутантной линии SGEFix--1 (sym40-1).
Возникли сложности?
Нужна помощь преподавателя?
Помощь в написании работ!
1. Фенотипы мутантов гороха sym40не супрессируются полностью ни одним из проанализированных штаммов Rhizobium,что может свидетельствовать о значительном нарушении функционирования продукта этого гена — транскрипционного фактора PsEFD. Частично мутантный фенотип sym40-1супрессируется изолятом NaPi1.
2. Абсцизовая кислота участвует в функционировании клубеньков гороха, о чем свидетельствует ее накопление в меристеме и зоне инфекции, а также снижение ее уровня в аномально организованных клубеньках у мутанта sym40-1.
2. Абсцизовая кислота участвует в функционировании клубеньков гороха, о чем свидетельствует ее накопление в меристеме и зоне инфекции, а также снижение ее уровня в аномально организованных клубеньках у мутанта sym40-1.
1. Долгих Е.А., Кириенко А.Н., Леппянен И.В. и др. Роль фитогормонов в контроле развития
симбиотических клубеньков у бобовых растений. Сообщение II. Ауксины (Обзор) // Сельскохоз. биол. 2016. Т. 51. № 5. С. 585-592.
2. Ермилова Е.В. Молекулярные аспекты адаптации прокариот. СПб: ХИМИЗДАТ, 2012.
344 с.
3. Китаева А.Б., Кусакин П.Г., Демченко К.Н. и др. Методические особенности изучения
тубулинового цитоскелета в клубеньках бобовых растений // Сельскохоз. биол. 2018. Т. 53. № 3. С. 634-644.
4. Медведев С.С. Физиология растений: учебник. СПб: БХВ-Петербург, 2012. 512 с.
5. Неманкин Т.А. Анализ генетической системы гороха (Pisum sativum L.), контролирующей
развитие арбускулярной микоризы и азотфиксирующего симбиоза: дис. ... канд. биол. наук // СПб. 2011.
6. Пиневич А.В. Микробиология. Биология пркариотов. Т. 2. СПб: Изд-во С.-Петербургского
ун-та, 2007. 331 с.
7. Тихонович И.А., Андронов Е.Е., Борисов А.Ю. и др. Принцип дополнительности геномов
в расширении адаптационного потенциала растений // Генетика. 2015. Т. 51. № 9. С. 831-846.
8. Тихонович И.А., Проворов Н.А. Молекулярные стратегии и сельскохозяйственное
использование растительно-микробных симбиозов // Экол. генетика. 2008. Т. 6. № 2. С. 49-60.
9. Тихонович И.А., Проворов Н.А. Симбиозы растений и микроорганизмов: молекулярная
генетика агросистем будущего. СПб: Изд-во С.-Петербургского ун-та, 2009. 210 с.
10. Цыганов В.Е. Молекулярно-генетические и клеточные механизмы дифференцировки
симбиотического клубенька: дис. ... док. биол. наук // СПб. 2018.
11. Цыганов В.Е., Ворошилова В.А., Розов С.М. и др. Новая серия симбиотических мутантов
гороха, индуцированная на линии SGE // Экол. генетика. 2012. Т. 10. № 1. С. 19-26.
12. Цыганова А.В., Цыганов В.Е. Роль поверхностных компонентов ризобий в
симбиотических взаимодействиях с бобовыми растениями // Усп. совр. биол. 2012. Т. 132. № 2. С. 211-222.
13. Цыганова А.В., Цыганов В.Е. Негативная гормональная регуляция развития
симбиотических клубеньков. II. Салициловая, жасмоновая и абсцизовая кислоты (Обзор) // Сельскохоз. биол. 2018. Т. 53. № 1. С. 3-14.
14. Четкова С.А., Тихонович И.А. Выделение и исследование штаммов Rhizobium
leguminosarum,эффективных на горохах афганского происхождения // Пром. Микробиол. 1986. Т. 55. С. 143-147.
15. Шакирова Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее
регуляция. Уфа: «Гилем», 2001. 160 с.
16. Adams V., Li J., Wisnewski J.A. et al. Virulence plasmids of spore-forming bacteria //
Microbiol. Spectr. 2014. V. 2. № 6. P. 413-422.
17. Altieri M.A. Agroecology: The Science of Sustainable Agriculture. Second Edition. Boca
Raton: CRC Press, 2018. 448 p.
18. Alves L.M.C., de Souza J.A.M., Varani A.M. et al. The family Rhizobiaceae// In: The
Prokaryotes: Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. Eds. Rosenberg E. et al. Berlin: Springer, 2014. P. 419-437.
19. Andriankaja A., Boisson-Dernier A., Frances L. et al. AP2-ERF transcription factors mediate
Nod factor - dependent Mt ENOD11 activation in root hairs via a novel cis-regulatory motif // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 2866-2885.
20. Beringer J. R factor transfer in Rhizobium leguminosarum// J. Gen. Microbiol. 1974. V. 84.
P.188-198.
21. Berrabah F., Ratet P., Gourion B. Multiple steps control immunity during the intracellular
accommodation of rhizobia // J. Exp. Bot. 2015. V. 66. № 7. P. 1977-1985.
22. Borisov A.Y., Rozov S.M., Tsyganov V.E. et al. Sequential functioning of Sym-13 and Sym-31,
two genes affecting symbiosome development in root nodules of pea (Pisum sativum L.) // Mol. Gen. Genet. 1997. V. 254. № 5. P. 592-598.
23. Brewin N.J. Development of the legume root nodule // Annu. Rev. Cell Biol. 1991. V. 7.
P. 191-226.
24. Brewin N.J. Plant cell wall remodelling in the Rhizobium-legume symbiosis // CRC Crit. Rev.
Plant Sci. 2004. V. 23. № 4. P. 293-316.
25. Conway G.R., Barbier E.B. After the Green Revolution: Sustainable agriculture for
development. London: Earthscan, 2013. 212 p.
26. Costacurta A., Vanderleyden J. Synthesis of phytohormones by plant-associated // Crit. Rev.
Microbiol. 1995. V. 21. P. 1-18.
27. Ding Y., Kalo P., Yendrek C. et al. Abscisic acid coordinates Nod factor and cytokinin
signaling during the regulation of nodulation in Medicago truncatula // Plant Cell. 2008. V. 20. P.2681-2695.
28. Escandon M., Canal M.J., Pascual J. et al. Integrated physiological and hormonal profile of
heat-induced thermotolerance in Pinus radiata // Tree Physiol. 2016. V. 36. P. 63-77.
29. Evans H.J., Palacios R., Jaime M. et al. New Horizons in Nitrogen Fixation: Proceedings of the
9th International Congress on Nitrogen Fixation. Cancun: Springer, 1993. P. 183.
30. Fahraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide
technique // Microbiology. 1957. V. 16. № 2. P. 374-381.
31. Ferguson B.J., Indrasumunar A., Hayashi S. et al. Molecular analysis of legume nodule
development and autoregulation // J. Integr. Plant Biol. 2010. V. 52. № 1. P. 61-76.
32. Ferguson B.J., Mathesius U. Signaling interactions during nodule development // J. Plant
Growth Regul. 2003. V. 22. № 1. P. 47-72.
33. Ferguson B.J., Mathesius U. Phytohormone regulation of legume-rhizobia interactions // J.
Chem. Ecol. 2014. V. 40. № 7. P. 770-790.
34. Fliegmann J., Bono J. Lipo-chitooligosaccharidic nodulation factors and their perception by
plant receptors // Glycoconj. J. 2015. V. 32. № 7. P. 455-464.
35. Gonzalez-Rizzo S., Crespi M., Frugier F. The Medicago truncatula CRE1 cytokinin receptor
regulates lateral root development and early symbiotic interaction with Sinorhizobium meliloti// Plant Cell. 2006. V. 18. № 10. P. 2680-2693.
36. Ivanova K.A., Tsyganova A.V., Brewin N.J. et al. Induction of host defences by Rhizobium
during ineffective nodulation of pea (Pisum sativum L.) carrying symbiotically defective mutations sym40 (PsEFD), sym33 (PsIPD3/PsCYCLOPS) and sym42// Protoplasma. 2015. V. 252. № 6. P. 1505-1517.
37. Jardinaud M.F. MtEFD, a Medicago truncatula ERF transcription factor regulating symbiotic
nodule differentiation in a bacterial strain-specific way // In: Nitrogen-fixing Leguminous Symbioses. Dordrecht: Springer, 2017. P. 151.
38. Jin Y., Liu H., Luo D. et al. DELLA proteins are common components of symbiotic rhizobial
and mycorrhizal signalling pathways // Nature Commun. 2016. V. 7. P. 1-14.
39. Jochum T., Fastnacht A., Trumbore S.E. et al. Direct raman spectroscopic measurements of
biological nitrogen fixation under natural conditions: an analytical approach for studying nitrogenase activity // Anal. Chem. 2017. V. 89. № 2. P. 1117-1122.
40. Kirienko A.N., Porozov Y.B., Malkov N.V. et al. Role of a receptor-like kinase K1 in pea
Rhizobium symbiosis development // Planta. 2018. V. 248. № 5. P. 1101-1120.
41. Kisiala A., Laffont C., Emery R.J.N. et al. Bioactive cytokinins are selectively secreted by
Sinorhizobium meliloti nodulating and nonnodulating strains // Mol. Plant-Microbe Interact. 2013. V. 26. № 10. P. 1225-1231.
42. Kitaeva A.B., Demchenko K.N., Tikhonovich I.A. et al. Comparative analysis of the tubulin
cytoskeleton organization in nodules of Medicago truncatula and Pisum sativum: Bacterial release and bacteroid positioning correlate with characteristic microtubule rearrangements // New Phytol. 2016. V. 210. № 1. P. 168-183.
43. Kosterin O.E., Rozov S.M. Mapping of the new mutation blb and the problem of integrity of
linkage group I // Pisum Genet. 1993. V. 25. № 8. P. 27-31.
44. Kuykendall L.D. Rhizobiales ord. nov // Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and
Bacteria, 2015a. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
45. Kuykendall L.D. Rhizobiaceae// Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria,
2015b. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
46. Kuykendall L.D., Young J.M., Martinez-Romeroet E. et al. Rhizobium// Bergey’s Manual of
Systematics of Archaea and Bacteria, 2015. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
47. Lal R. Soils and sustainable agriculture. // Agron. Sustain. Dev. 2008. V. 28. P. 57-64.
48. Libbenga K.R., Harkes P.A.A. Initial proliferation of cortical cells in the formation of root
nodules in Pisum sativum L. // Planta. 1973. V. 114. P. 17-28.
49. Lie T.A. Symbiotic specialisation in pea plants: The requirement of specific Rhizobium strains
for peas from Afghanistan // Proc. Assoc. Appl. Biol. 1976. V. 88. № 3. P. 462-465.
50. Lorteau M.A., Ferguson B.J., Guinel F.C. Effects of cytokinin on ethylene production and
nodulation in pea (Pisum sativum) cv. Sparkle // Physiol. Plant. 2001. V. 112. № 3. P. 421-
428.
51. MacLean A.M., Finan T.M., Sadowsky M.J. Genomes of the symbiotic nitrogen-fixing bacteria
of legumes // Plant Physiol. 2007. V. 144. № 2. P. 615-622.
52. Mahanty T., Bhattacharjee S., Goswamiet M. et al. Biofertilizers: a potential approach for
sustainable agriculture development // Environ. Sci. Pollut. Res. 2016. V. 24. № 4. P. 3315-3335.
53. Maroti G., Kondorosi E. Nitrogen-fixing Rhizobium-legume symbiosis: Are polyploidy and host
peptide-governed symbiont differentiation general principles of endosymbiosis? // Front. Microbiol. 2014. V. 5. P. 1-6.
54. Marsch-Martinez N., Greco R., Beckeret J.D. et al. BOLITA, an Arabidopsis AP2/ERF-like
transcription factor that affects cell expansion and proliferation/differentiation pathways // Plant Mol. Biol. 2006. V. 62. P. 825-843.
55. Messinese E., Mun J., Yeunet L.H. et al. A novel nuclear protein interacts with the symbiotic
DMI3 calcium- and calmodulin-dependent protein kinase of Medicago truncatula// Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. № 8. P. 912-921.
56. Miller J.B., Pratap A., Miyahara A. et al. Calcium/calmodulin-dependent protein kinase is
negatively and positively regulated by calcium, providing a mechanism for decoding calcium responses during symbiosis signaling // Plant Cell. 2013. V. 25. № 2. P. 5053-5066.
57. Minchin F., James E., Becana M. Oxygen diffusion, production of reactive oxygen and nitrogen
species, and antioxidants in legume nodules // In: Nitrogen-fixing Leguminous Symbioses. Eds. Dilworth, M.J. et al. Berlin: Springer, 2008. P. 321-362.
58. Morzhina E.V., Tsyganov V.E., Borisov A.Y. et al. Four developmental stages identified by
genetic dissection of pea (Pisum sativum L.) root nodule morphogenesis // Plant Sci. 2000. V. 155. № 1. P. 75-83.
59. Mousavi S.A., Willems A., Nesme X. et al. Revised phylogeny of Rhizobiaceae: Proposal of the
delineation of Pararhizobium gen. nov., and 13 new species combinations // Syst. Appl. Microbiol. 2015. V. 38. № 2. P. 84-90.
60. Nash J.H.E., Ma S., Iyer V.N. Characterization of Sym plasmids of Rhizobium leguminosarum
strains able to nodulate Pisum sativum cv Afghanistan // Plant Mol. Biol. 1988. V. 11. P. 427-432.
61. van Noorden G.E., Ross J.J., Reid J.B. et al. Defective long-distance auxin transport regulation
in the Medicago truncatula super numeric nodules mutant // Plant Physiol. 2006. V. 140. № 4. P. 1494-1506.
62. Oldroyd G.E.D., Murray J.D., Poole P.S. et al. The rules of engagement in the legume-rhizobial
symbiosis // Annu. Rev. Genet. 2011. V. 45. № 1. P. 119-144.
63. Oldroyd G.E.D. Speak, friend, and enter: Signalling systems that promote beneficial symbiotic
associations in plants // Nature Rev. Microbiol. 2013. V. 11. № 4. P. 252-263.
64. Ormeno-Orrillo E., Servin-Garciduenas L.E., Rogel M.A. et al. Taxonomy of rhizobia and
agrobacteria from the Rhizobiaceae family in light of genomics // Syst. Appl. Microbiol. 2015. V. 38. № 4. P. 287-291.
65. Pan H., Stonoha-Arther C., Wang D. Plants control nodulation by regulating proteolysis of the
receptor-like kinase DMI2 // Plant Physiol. 2018. V. 177. № 2. P. 792-802.
66. Pershina E.V., Ivanova E.A., Korvigo I.O. et al. Investigation of the core microbiome in main
soil types from the East European plain // Sci. Total Environ. 2018. V. 631-632. P. 1421-1430.
67. Plet J., Wasson A., Ariel F. et al. MtCRE1-dependent cytokinin signaling integrates bacterial
and plant cues to coordinate symbiotic nodule organogenesis in Medicago truncatula// Plant J. 2011. V. 65. P. 622-633.
68. Provorov N.A., Tikhonovich I.A. Genetic resources for improving nitrogen fixation in legume-
rhizobia symbiosis // Genet. Resour. Crop Evol. 2003. V. 50. № 1. P. 89-99.
69. Ridge R.W., Rolfe B.G. Rhizobium sp. degradation of legume root hair cell wall at the site of
infection thread origin // Appl. Environ. Microbiol. 1985. V. 50. № 3. P. 717-720.
70. Rightmyer A.P., Long S.R. Pseudonodule formation by wild-type and symbiotic mutant
Medicago truncatula in response to auxin transport inhibitors // Mol. Plant-Microbe Interact. 2011. V. 24. № 11. P. 1372-1384.
71. Rodriguez-Navarro D.N., Dardanelli M.S., Ruiz-Sainz J.E. Attachment of bacteria to the roots
of higher plants // FEMS Microbiol. Lett. 2007. V. 272. P. 127-136.
72. Rubiales D., Mikic A. Introduction: Legumes in sustainable agriculture // CRC Crit. Rev. Plant
Sci. 2015. V. 34. P. 2-3.
73. Rungruangmaitree R., Jiraungkoorskul W. Pea, Pisum sativum, and its anticancer activity //
Pharmacogn. Rev. 2017. V. 11. № 21. P. 39-42.
74. Schlaman H.R.M., Okker R.J.H., Lugtenberg B.J.J. Regulation of nodulation gene expression
by nodD in rhizobia // J. Bacteriol. 1992. V. 174. № 16. P. 5177-5182.
75. Serova T.A., Tsyganova A. V, Tsyganov V.E. Early nodule senescence is activated in symbiotic
mutants of pea (Pisum sativum L.) forming ineffective nodules blocked at different nodule developmental stages // Protoplasma. 2018. V. 255. № 5. P. 1443-1459.
76. Singh S., Katzer K., Lambertet J. et al. CYCLOPS, a DNA-binding transcriptional actavator,
orchestrates symbiotic root nodule development // Cell Host Microbe. 2014. V. 15. № 2. P.139-152.
77. Spaink H., Kondorosi A., Hooykaas P. The Rhizobiaceae. Molecular biology of model plant-
associated bacteria. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 1998. 566 p.
78. Spaink H., Sheeley D.M., van Brussel A.A.N. et al. A novel highly saturated fatty acid moiety
of lipooligosaccharide signals determines host specifcity of Rhizobium// Nature. 1991. V. 354. P. 125-130.
79. Stagnari F., Maggio A., Galieni A. et al. Multiple benefits of legumes for agriculture
sustainability: an overview // Chem. Biol. Technol. Agric. 2017. V. 4. № 2. P. 1-13.
80. Sullivan J.T., Brown S.D., Ronson C.W. The NifA-RpoN regulon of Mesorhizobium loti strain
R7A and its symbiotic activation by a novel LacI/GalR- family regulator // PLoS ONE. 2013. V. 8. № 1. P. e53762.
81. Suzuki A., Akune M., Kogiso M. et al. Control of nodule number by the phytohormone abscisic
acid in the roots of two leguminous species // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45. № 7. P. 914-
922.
82. Suzaki T., Kawaguchi M. Root nodulation: A developmental program involving cell fate
conversion triggered by symbiotic bacterial infection // Curr. Opin. Plant Biol. 2014. V. 21. P. 16-22.
83. Szczyglowski K., Shaw R.S., Wopereis J. et al. Nodule organogenesis and symbiotic mutants of
the model legume Lotus japonicus// Mol. Plant-Microbe Interact. 1998. V. 11. № 7. P.684-697.
84. Tikhonovich I.A., Provorov N.A. Microbiology is the basis of sustainable agriculture: an
opinion // Ann. Appl. Biol. 2011. V. 159. P. 155-168.
85. Tsyganov V.E., Morzhina E.V., Stefanov S.Y. et al. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33
and sym40 control infection thread formation and root nodule function // Mol. Gen. Genet. 1998. V. 259. № 5. P. 491-503.
86. Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Herrera-Cervera J.A. et al. Developmental downregulation
of rhizobial genes as a function of symbiosome differentiation in symbiotic root nodules of Pisum sativum// New Phytol. 2003. V. 159. № 2. P. 521-530.
87. Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Priefer U.B. et al. Genetic dissection of the initiation of the
infection process and nodule tissue development in the Rhizobium-pea (Pisum sativum L.) symbiosis // Ann. Bot. 2002. V. 89. № 4. P. 357-366.
88. Vance C.P. Carbon and nitrogen metabolism in legume nodule // In: Nitrogen-fixing
Leguminous Symbioses. Eds. Dilworth, M.J. et al. Berlin: Springer, 2008. P. 293-320.
89. Vance C.P., Gantt J.S. Control of nitrogen and carbon metabolism in root nodules. // Physiol.
Plant. 1992. V. 85. № 2. P. 266-274.
90. Vasse J., de Billy F., Camut S. et al. Correlation between ultrastructural differentiation of
bacteriods and nitrogen fixation in alfalfa nodules // J. Bacteriol. 1990. V. 172. № 8. P. 4295-4306.
91. Vasse J., de Billy F., Truchet G. Abortion of infection during the Rhizobium meliloti — alfalfa
symbiotic interaction is accompanied by a hypersensitive reaction // Plant J. 1993. V. 4. № 3. P. 555-566.
92. Vedam V., Haynes J.G., Kannenberg E.L. et al. A Rhizobium leguminosarum
lipopolysaccharide lipid-A mutant induces nitrogen-fixing nodules with delayed and defective bacteroid formation. // MPMI. 2004. V. 17. № 3. P. 283-291.
93. Van de Velde W., Zehirov G., Szatmari A. et al. Plant peptides govern terminal differentiation
of bacteria in symbiosis // Science. 2010. V. 327. P. 1122-1126.
94. Vernie T., Moreau S., de Billy F. et al. EFD is an ERF transcription factor involved in the
control of nodule number and differentiation in Medicago truncatula // Plant Cell. 2008. V. 20. P.2696-2713.
95. Vitha S., Mews M., Volkmann D. Immunofluorescence detection of F-actin on low melting
point wax sections from plant tissues // J. Histochem. Cytochem. 1997. V. 45. № 1. P. 89-95.
96. Voroshilova V.A., Boesten B., Tsyganov V.E. et al. Effect of mutations in Pisum sativum L.
genes blocking different stages of nodule development on the expression of late symbiotic genes in Rhizobium leguminosarum bv. viciae //Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. V. 14. № 4. P. 471-476.
97. Voroshilova V.A., Demchenko K.N., Brewin N.J. et al. Initiation of a legume nodule with an
indeterminate meristem involves proliferating host cells that harbour infection threads // New Phytol. 2009. V. 181. № 4. P. 913-923.
98. de Vries F.T., Bardgett R.D. Plant-microbial linkages and ecosystem nitrogen retention:
Lessons for sustainable agriculture // Front. Ecol. Environ. 2012. V. 10. № 8. P. 425-432.
99. Yang C., Bueckert R., Schoenau J. et al. Symbiosis of selected Rhizobium leguminosarum bv.
viciae strains with diverse pea genotypes: effects on biological nitrogen fixation // Can. J. Microbiol. 2017. V. 63. № 11. P. 909-919.
100. Zhukov V., Radutoiu S., Madsen L.H. et al. The pea Sym37 receptor kinase gene controls
infection-thread initiation and nodule development // Mol. Plant-Microbe Interact. 2008. V. 21. № 12. P. 1600-1608.
101. Zipfel C., Oldroyd G.E.D. Plant signalling in symbiosis and immunity // Nature. 2017. V. 543.
№ 7645. P. 328-336.
симбиотических клубеньков у бобовых растений. Сообщение II. Ауксины (Обзор) // Сельскохоз. биол. 2016. Т. 51. № 5. С. 585-592.
2. Ермилова Е.В. Молекулярные аспекты адаптации прокариот. СПб: ХИМИЗДАТ, 2012.
344 с.
3. Китаева А.Б., Кусакин П.Г., Демченко К.Н. и др. Методические особенности изучения
тубулинового цитоскелета в клубеньках бобовых растений // Сельскохоз. биол. 2018. Т. 53. № 3. С. 634-644.
4. Медведев С.С. Физиология растений: учебник. СПб: БХВ-Петербург, 2012. 512 с.
5. Неманкин Т.А. Анализ генетической системы гороха (Pisum sativum L.), контролирующей
развитие арбускулярной микоризы и азотфиксирующего симбиоза: дис. ... канд. биол. наук // СПб. 2011.
6. Пиневич А.В. Микробиология. Биология пркариотов. Т. 2. СПб: Изд-во С.-Петербургского
ун-та, 2007. 331 с.
7. Тихонович И.А., Андронов Е.Е., Борисов А.Ю. и др. Принцип дополнительности геномов
в расширении адаптационного потенциала растений // Генетика. 2015. Т. 51. № 9. С. 831-846.
8. Тихонович И.А., Проворов Н.А. Молекулярные стратегии и сельскохозяйственное
использование растительно-микробных симбиозов // Экол. генетика. 2008. Т. 6. № 2. С. 49-60.
9. Тихонович И.А., Проворов Н.А. Симбиозы растений и микроорганизмов: молекулярная
генетика агросистем будущего. СПб: Изд-во С.-Петербургского ун-та, 2009. 210 с.
10. Цыганов В.Е. Молекулярно-генетические и клеточные механизмы дифференцировки
симбиотического клубенька: дис. ... док. биол. наук // СПб. 2018.
11. Цыганов В.Е., Ворошилова В.А., Розов С.М. и др. Новая серия симбиотических мутантов
гороха, индуцированная на линии SGE // Экол. генетика. 2012. Т. 10. № 1. С. 19-26.
12. Цыганова А.В., Цыганов В.Е. Роль поверхностных компонентов ризобий в
симбиотических взаимодействиях с бобовыми растениями // Усп. совр. биол. 2012. Т. 132. № 2. С. 211-222.
13. Цыганова А.В., Цыганов В.Е. Негативная гормональная регуляция развития
симбиотических клубеньков. II. Салициловая, жасмоновая и абсцизовая кислоты (Обзор) // Сельскохоз. биол. 2018. Т. 53. № 1. С. 3-14.
14. Четкова С.А., Тихонович И.А. Выделение и исследование штаммов Rhizobium
leguminosarum,эффективных на горохах афганского происхождения // Пром. Микробиол. 1986. Т. 55. С. 143-147.
15. Шакирова Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее
регуляция. Уфа: «Гилем», 2001. 160 с.
16. Adams V., Li J., Wisnewski J.A. et al. Virulence plasmids of spore-forming bacteria //
Microbiol. Spectr. 2014. V. 2. № 6. P. 413-422.
17. Altieri M.A. Agroecology: The Science of Sustainable Agriculture. Second Edition. Boca
Raton: CRC Press, 2018. 448 p.
18. Alves L.M.C., de Souza J.A.M., Varani A.M. et al. The family Rhizobiaceae// In: The
Prokaryotes: Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. Eds. Rosenberg E. et al. Berlin: Springer, 2014. P. 419-437.
19. Andriankaja A., Boisson-Dernier A., Frances L. et al. AP2-ERF transcription factors mediate
Nod factor - dependent Mt ENOD11 activation in root hairs via a novel cis-regulatory motif // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 2866-2885.
20. Beringer J. R factor transfer in Rhizobium leguminosarum// J. Gen. Microbiol. 1974. V. 84.
P.188-198.
21. Berrabah F., Ratet P., Gourion B. Multiple steps control immunity during the intracellular
accommodation of rhizobia // J. Exp. Bot. 2015. V. 66. № 7. P. 1977-1985.
22. Borisov A.Y., Rozov S.M., Tsyganov V.E. et al. Sequential functioning of Sym-13 and Sym-31,
two genes affecting symbiosome development in root nodules of pea (Pisum sativum L.) // Mol. Gen. Genet. 1997. V. 254. № 5. P. 592-598.
23. Brewin N.J. Development of the legume root nodule // Annu. Rev. Cell Biol. 1991. V. 7.
P. 191-226.
24. Brewin N.J. Plant cell wall remodelling in the Rhizobium-legume symbiosis // CRC Crit. Rev.
Plant Sci. 2004. V. 23. № 4. P. 293-316.
25. Conway G.R., Barbier E.B. After the Green Revolution: Sustainable agriculture for
development. London: Earthscan, 2013. 212 p.
26. Costacurta A., Vanderleyden J. Synthesis of phytohormones by plant-associated // Crit. Rev.
Microbiol. 1995. V. 21. P. 1-18.
27. Ding Y., Kalo P., Yendrek C. et al. Abscisic acid coordinates Nod factor and cytokinin
signaling during the regulation of nodulation in Medicago truncatula // Plant Cell. 2008. V. 20. P.2681-2695.
28. Escandon M., Canal M.J., Pascual J. et al. Integrated physiological and hormonal profile of
heat-induced thermotolerance in Pinus radiata // Tree Physiol. 2016. V. 36. P. 63-77.
29. Evans H.J., Palacios R., Jaime M. et al. New Horizons in Nitrogen Fixation: Proceedings of the
9th International Congress on Nitrogen Fixation. Cancun: Springer, 1993. P. 183.
30. Fahraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide
technique // Microbiology. 1957. V. 16. № 2. P. 374-381.
31. Ferguson B.J., Indrasumunar A., Hayashi S. et al. Molecular analysis of legume nodule
development and autoregulation // J. Integr. Plant Biol. 2010. V. 52. № 1. P. 61-76.
32. Ferguson B.J., Mathesius U. Signaling interactions during nodule development // J. Plant
Growth Regul. 2003. V. 22. № 1. P. 47-72.
33. Ferguson B.J., Mathesius U. Phytohormone regulation of legume-rhizobia interactions // J.
Chem. Ecol. 2014. V. 40. № 7. P. 770-790.
34. Fliegmann J., Bono J. Lipo-chitooligosaccharidic nodulation factors and their perception by
plant receptors // Glycoconj. J. 2015. V. 32. № 7. P. 455-464.
35. Gonzalez-Rizzo S., Crespi M., Frugier F. The Medicago truncatula CRE1 cytokinin receptor
regulates lateral root development and early symbiotic interaction with Sinorhizobium meliloti// Plant Cell. 2006. V. 18. № 10. P. 2680-2693.
36. Ivanova K.A., Tsyganova A.V., Brewin N.J. et al. Induction of host defences by Rhizobium
during ineffective nodulation of pea (Pisum sativum L.) carrying symbiotically defective mutations sym40 (PsEFD), sym33 (PsIPD3/PsCYCLOPS) and sym42// Protoplasma. 2015. V. 252. № 6. P. 1505-1517.
37. Jardinaud M.F. MtEFD, a Medicago truncatula ERF transcription factor regulating symbiotic
nodule differentiation in a bacterial strain-specific way // In: Nitrogen-fixing Leguminous Symbioses. Dordrecht: Springer, 2017. P. 151.
38. Jin Y., Liu H., Luo D. et al. DELLA proteins are common components of symbiotic rhizobial
and mycorrhizal signalling pathways // Nature Commun. 2016. V. 7. P. 1-14.
39. Jochum T., Fastnacht A., Trumbore S.E. et al. Direct raman spectroscopic measurements of
biological nitrogen fixation under natural conditions: an analytical approach for studying nitrogenase activity // Anal. Chem. 2017. V. 89. № 2. P. 1117-1122.
40. Kirienko A.N., Porozov Y.B., Malkov N.V. et al. Role of a receptor-like kinase K1 in pea
Rhizobium symbiosis development // Planta. 2018. V. 248. № 5. P. 1101-1120.
41. Kisiala A., Laffont C., Emery R.J.N. et al. Bioactive cytokinins are selectively secreted by
Sinorhizobium meliloti nodulating and nonnodulating strains // Mol. Plant-Microbe Interact. 2013. V. 26. № 10. P. 1225-1231.
42. Kitaeva A.B., Demchenko K.N., Tikhonovich I.A. et al. Comparative analysis of the tubulin
cytoskeleton organization in nodules of Medicago truncatula and Pisum sativum: Bacterial release and bacteroid positioning correlate with characteristic microtubule rearrangements // New Phytol. 2016. V. 210. № 1. P. 168-183.
43. Kosterin O.E., Rozov S.M. Mapping of the new mutation blb and the problem of integrity of
linkage group I // Pisum Genet. 1993. V. 25. № 8. P. 27-31.
44. Kuykendall L.D. Rhizobiales ord. nov // Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and
Bacteria, 2015a. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
45. Kuykendall L.D. Rhizobiaceae// Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria,
2015b. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
46. Kuykendall L.D., Young J.M., Martinez-Romeroet E. et al. Rhizobium// Bergey’s Manual of
Systematics of Archaea and Bacteria, 2015. Online © 2015 Bergey’s Manual Trust.
47. Lal R. Soils and sustainable agriculture. // Agron. Sustain. Dev. 2008. V. 28. P. 57-64.
48. Libbenga K.R., Harkes P.A.A. Initial proliferation of cortical cells in the formation of root
nodules in Pisum sativum L. // Planta. 1973. V. 114. P. 17-28.
49. Lie T.A. Symbiotic specialisation in pea plants: The requirement of specific Rhizobium strains
for peas from Afghanistan // Proc. Assoc. Appl. Biol. 1976. V. 88. № 3. P. 462-465.
50. Lorteau M.A., Ferguson B.J., Guinel F.C. Effects of cytokinin on ethylene production and
nodulation in pea (Pisum sativum) cv. Sparkle // Physiol. Plant. 2001. V. 112. № 3. P. 421-
428.
51. MacLean A.M., Finan T.M., Sadowsky M.J. Genomes of the symbiotic nitrogen-fixing bacteria
of legumes // Plant Physiol. 2007. V. 144. № 2. P. 615-622.
52. Mahanty T., Bhattacharjee S., Goswamiet M. et al. Biofertilizers: a potential approach for
sustainable agriculture development // Environ. Sci. Pollut. Res. 2016. V. 24. № 4. P. 3315-3335.
53. Maroti G., Kondorosi E. Nitrogen-fixing Rhizobium-legume symbiosis: Are polyploidy and host
peptide-governed symbiont differentiation general principles of endosymbiosis? // Front. Microbiol. 2014. V. 5. P. 1-6.
54. Marsch-Martinez N., Greco R., Beckeret J.D. et al. BOLITA, an Arabidopsis AP2/ERF-like
transcription factor that affects cell expansion and proliferation/differentiation pathways // Plant Mol. Biol. 2006. V. 62. P. 825-843.
55. Messinese E., Mun J., Yeunet L.H. et al. A novel nuclear protein interacts with the symbiotic
DMI3 calcium- and calmodulin-dependent protein kinase of Medicago truncatula// Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. № 8. P. 912-921.
56. Miller J.B., Pratap A., Miyahara A. et al. Calcium/calmodulin-dependent protein kinase is
negatively and positively regulated by calcium, providing a mechanism for decoding calcium responses during symbiosis signaling // Plant Cell. 2013. V. 25. № 2. P. 5053-5066.
57. Minchin F., James E., Becana M. Oxygen diffusion, production of reactive oxygen and nitrogen
species, and antioxidants in legume nodules // In: Nitrogen-fixing Leguminous Symbioses. Eds. Dilworth, M.J. et al. Berlin: Springer, 2008. P. 321-362.
58. Morzhina E.V., Tsyganov V.E., Borisov A.Y. et al. Four developmental stages identified by
genetic dissection of pea (Pisum sativum L.) root nodule morphogenesis // Plant Sci. 2000. V. 155. № 1. P. 75-83.
59. Mousavi S.A., Willems A., Nesme X. et al. Revised phylogeny of Rhizobiaceae: Proposal of the
delineation of Pararhizobium gen. nov., and 13 new species combinations // Syst. Appl. Microbiol. 2015. V. 38. № 2. P. 84-90.
60. Nash J.H.E., Ma S., Iyer V.N. Characterization of Sym plasmids of Rhizobium leguminosarum
strains able to nodulate Pisum sativum cv Afghanistan // Plant Mol. Biol. 1988. V. 11. P. 427-432.
61. van Noorden G.E., Ross J.J., Reid J.B. et al. Defective long-distance auxin transport regulation
in the Medicago truncatula super numeric nodules mutant // Plant Physiol. 2006. V. 140. № 4. P. 1494-1506.
62. Oldroyd G.E.D., Murray J.D., Poole P.S. et al. The rules of engagement in the legume-rhizobial
symbiosis // Annu. Rev. Genet. 2011. V. 45. № 1. P. 119-144.
63. Oldroyd G.E.D. Speak, friend, and enter: Signalling systems that promote beneficial symbiotic
associations in plants // Nature Rev. Microbiol. 2013. V. 11. № 4. P. 252-263.
64. Ormeno-Orrillo E., Servin-Garciduenas L.E., Rogel M.A. et al. Taxonomy of rhizobia and
agrobacteria from the Rhizobiaceae family in light of genomics // Syst. Appl. Microbiol. 2015. V. 38. № 4. P. 287-291.
65. Pan H., Stonoha-Arther C., Wang D. Plants control nodulation by regulating proteolysis of the
receptor-like kinase DMI2 // Plant Physiol. 2018. V. 177. № 2. P. 792-802.
66. Pershina E.V., Ivanova E.A., Korvigo I.O. et al. Investigation of the core microbiome in main
soil types from the East European plain // Sci. Total Environ. 2018. V. 631-632. P. 1421-1430.
67. Plet J., Wasson A., Ariel F. et al. MtCRE1-dependent cytokinin signaling integrates bacterial
and plant cues to coordinate symbiotic nodule organogenesis in Medicago truncatula// Plant J. 2011. V. 65. P. 622-633.
68. Provorov N.A., Tikhonovich I.A. Genetic resources for improving nitrogen fixation in legume-
rhizobia symbiosis // Genet. Resour. Crop Evol. 2003. V. 50. № 1. P. 89-99.
69. Ridge R.W., Rolfe B.G. Rhizobium sp. degradation of legume root hair cell wall at the site of
infection thread origin // Appl. Environ. Microbiol. 1985. V. 50. № 3. P. 717-720.
70. Rightmyer A.P., Long S.R. Pseudonodule formation by wild-type and symbiotic mutant
Medicago truncatula in response to auxin transport inhibitors // Mol. Plant-Microbe Interact. 2011. V. 24. № 11. P. 1372-1384.
71. Rodriguez-Navarro D.N., Dardanelli M.S., Ruiz-Sainz J.E. Attachment of bacteria to the roots
of higher plants // FEMS Microbiol. Lett. 2007. V. 272. P. 127-136.
72. Rubiales D., Mikic A. Introduction: Legumes in sustainable agriculture // CRC Crit. Rev. Plant
Sci. 2015. V. 34. P. 2-3.
73. Rungruangmaitree R., Jiraungkoorskul W. Pea, Pisum sativum, and its anticancer activity //
Pharmacogn. Rev. 2017. V. 11. № 21. P. 39-42.
74. Schlaman H.R.M., Okker R.J.H., Lugtenberg B.J.J. Regulation of nodulation gene expression
by nodD in rhizobia // J. Bacteriol. 1992. V. 174. № 16. P. 5177-5182.
75. Serova T.A., Tsyganova A. V, Tsyganov V.E. Early nodule senescence is activated in symbiotic
mutants of pea (Pisum sativum L.) forming ineffective nodules blocked at different nodule developmental stages // Protoplasma. 2018. V. 255. № 5. P. 1443-1459.
76. Singh S., Katzer K., Lambertet J. et al. CYCLOPS, a DNA-binding transcriptional actavator,
orchestrates symbiotic root nodule development // Cell Host Microbe. 2014. V. 15. № 2. P.139-152.
77. Spaink H., Kondorosi A., Hooykaas P. The Rhizobiaceae. Molecular biology of model plant-
associated bacteria. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 1998. 566 p.
78. Spaink H., Sheeley D.M., van Brussel A.A.N. et al. A novel highly saturated fatty acid moiety
of lipooligosaccharide signals determines host specifcity of Rhizobium// Nature. 1991. V. 354. P. 125-130.
79. Stagnari F., Maggio A., Galieni A. et al. Multiple benefits of legumes for agriculture
sustainability: an overview // Chem. Biol. Technol. Agric. 2017. V. 4. № 2. P. 1-13.
80. Sullivan J.T., Brown S.D., Ronson C.W. The NifA-RpoN regulon of Mesorhizobium loti strain
R7A and its symbiotic activation by a novel LacI/GalR- family regulator // PLoS ONE. 2013. V. 8. № 1. P. e53762.
81. Suzuki A., Akune M., Kogiso M. et al. Control of nodule number by the phytohormone abscisic
acid in the roots of two leguminous species // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45. № 7. P. 914-
922.
82. Suzaki T., Kawaguchi M. Root nodulation: A developmental program involving cell fate
conversion triggered by symbiotic bacterial infection // Curr. Opin. Plant Biol. 2014. V. 21. P. 16-22.
83. Szczyglowski K., Shaw R.S., Wopereis J. et al. Nodule organogenesis and symbiotic mutants of
the model legume Lotus japonicus// Mol. Plant-Microbe Interact. 1998. V. 11. № 7. P.684-697.
84. Tikhonovich I.A., Provorov N.A. Microbiology is the basis of sustainable agriculture: an
opinion // Ann. Appl. Biol. 2011. V. 159. P. 155-168.
85. Tsyganov V.E., Morzhina E.V., Stefanov S.Y. et al. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33
and sym40 control infection thread formation and root nodule function // Mol. Gen. Genet. 1998. V. 259. № 5. P. 491-503.
86. Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Herrera-Cervera J.A. et al. Developmental downregulation
of rhizobial genes as a function of symbiosome differentiation in symbiotic root nodules of Pisum sativum// New Phytol. 2003. V. 159. № 2. P. 521-530.
87. Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Priefer U.B. et al. Genetic dissection of the initiation of the
infection process and nodule tissue development in the Rhizobium-pea (Pisum sativum L.) symbiosis // Ann. Bot. 2002. V. 89. № 4. P. 357-366.
88. Vance C.P. Carbon and nitrogen metabolism in legume nodule // In: Nitrogen-fixing
Leguminous Symbioses. Eds. Dilworth, M.J. et al. Berlin: Springer, 2008. P. 293-320.
89. Vance C.P., Gantt J.S. Control of nitrogen and carbon metabolism in root nodules. // Physiol.
Plant. 1992. V. 85. № 2. P. 266-274.
90. Vasse J., de Billy F., Camut S. et al. Correlation between ultrastructural differentiation of
bacteriods and nitrogen fixation in alfalfa nodules // J. Bacteriol. 1990. V. 172. № 8. P. 4295-4306.
91. Vasse J., de Billy F., Truchet G. Abortion of infection during the Rhizobium meliloti — alfalfa
symbiotic interaction is accompanied by a hypersensitive reaction // Plant J. 1993. V. 4. № 3. P. 555-566.
92. Vedam V., Haynes J.G., Kannenberg E.L. et al. A Rhizobium leguminosarum
lipopolysaccharide lipid-A mutant induces nitrogen-fixing nodules with delayed and defective bacteroid formation. // MPMI. 2004. V. 17. № 3. P. 283-291.
93. Van de Velde W., Zehirov G., Szatmari A. et al. Plant peptides govern terminal differentiation
of bacteria in symbiosis // Science. 2010. V. 327. P. 1122-1126.
94. Vernie T., Moreau S., de Billy F. et al. EFD is an ERF transcription factor involved in the
control of nodule number and differentiation in Medicago truncatula // Plant Cell. 2008. V. 20. P.2696-2713.
95. Vitha S., Mews M., Volkmann D. Immunofluorescence detection of F-actin on low melting
point wax sections from plant tissues // J. Histochem. Cytochem. 1997. V. 45. № 1. P. 89-95.
96. Voroshilova V.A., Boesten B., Tsyganov V.E. et al. Effect of mutations in Pisum sativum L.
genes blocking different stages of nodule development on the expression of late symbiotic genes in Rhizobium leguminosarum bv. viciae //Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. V. 14. № 4. P. 471-476.
97. Voroshilova V.A., Demchenko K.N., Brewin N.J. et al. Initiation of a legume nodule with an
indeterminate meristem involves proliferating host cells that harbour infection threads // New Phytol. 2009. V. 181. № 4. P. 913-923.
98. de Vries F.T., Bardgett R.D. Plant-microbial linkages and ecosystem nitrogen retention:
Lessons for sustainable agriculture // Front. Ecol. Environ. 2012. V. 10. № 8. P. 425-432.
99. Yang C., Bueckert R., Schoenau J. et al. Symbiosis of selected Rhizobium leguminosarum bv.
viciae strains with diverse pea genotypes: effects on biological nitrogen fixation // Can. J. Microbiol. 2017. V. 63. № 11. P. 909-919.
100. Zhukov V., Radutoiu S., Madsen L.H. et al. The pea Sym37 receptor kinase gene controls
infection-thread initiation and nodule development // Mol. Plant-Microbe Interact. 2008. V. 21. № 12. P. 1600-1608.
101. Zipfel C., Oldroyd G.E.D. Plant signalling in symbiosis and immunity // Nature. 2017. V. 543.
№ 7645. P. 328-336.
Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.
Подобные работы
- Анализ фенотипических проявлений мутаций в симбиотическом гене гороха Sym40, кодирующем ключевой регулятор развития азотфиксирующего клубенька
Бакалаврская работа, биология. Язык работы: Русский. Цена: 4700 р. Год сдачи: 2019