СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ВВЕДЕНИЕ
Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1. Тимус
1.2. Селезенка
1.3. Лимфатические узлы
1.4. Маркеры
1.4.1. CD34
1.4.2. Кисспептин и его рецептор
1.4.3. Простагландин E2иего рецептор
Глава 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
2.1. Материалы исследования
2.2. Методы исследования
2.2.1. Гистологические методы исследования
2.2.1.1. Иммуногистохимическое окрашивание
2.2.1.2. Окраска препаратов гематоксилином и эозином
2.2.2. Методы интерпритации полученных данных
2.2.2.1.Морфологический анализ
2.2.2.2.Статистический анализ результатов исследования
Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ
3.1. Анализ экспрессии маркера кисспептин и его рецептора
3.1.1. Анализ изображений
3.1.2. Статистический анализ
3.2. Анализ экспрессии маркера CD34
3.2.1. Анализ изображений
3.2.2. Статистический анализ
3.3. Анализ экспрессии маркера простагландин Е2и его рецептора
3.3.1. Анализ изображений
3.3.2. Статистический анализ
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
ВЫВОДЫ
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
В критические моменты развития организма происходят события, влияющие на активацию/репрессию механизмов контроля определенных генетических групп иммунной системы, несущих ответственность за морфологическое и функциональное становление, а также за единство и эффективность процессов иммунологического надзора. С данной точки зрения наиболее важными в развитии иммунной системы человека являются внутриутробный и ранний постнатальный периоды.
У новорожденных иммунная система находится в процессе созревания и подготовки к новым условиям существования. При рождении человек подвергается воздействию окружающей среды и оказывается восприимчивыми к инфекциям. Согласно ежегодным оценкам, 40% из трех миллионов неонатальных смертей по всему миру происходят в результате инфецирования новорожденных. Материнские антитела, передаваемые ребенку через плаценту, способствуют его защите первые 6 месяцев жизни (Liu L, Johnson HL, 2012). На процесс формирования клеточного иммунитета новорожденных, который происходит в течение первых трех месяцев, влияет множество факторов (Hodgins DC, et al., 2012). За последние несколько десятилетий проведены обширные исследования развития иммунной защиты на первом этапе постнатального онтогенеза. Достижения в понимании механизмов неонатального иммунитета показывают, что как врожденные, так и адаптивные реакции зависят от количества предшественников лимфоцитов, дозы антигена и способу их воздействия (Basha Saleem, et al., 2014).
Тимус, селезенку и лимфатические узлы относят к органам кроветворения и иммунологической защиты, при этом вилочковую железу принято считать центральным, а остальные – периферическими иммунокомпетентными структурами организма. В железе образуются тимусзависимые лимфоциты, тогда как другие кроветворные органы заселяются клетками лимфоидного ряда, которые вскоре начинают активно размножаться и дифференцироваться. В связи со своей функцией, все органы иммунной системы обильно кровоснабжаются и несут в себе большое количество лимфатических и кровеносных сосудов (Simon A.K., et al., 2015).
Выбор маркеров для проведения исследования обусловлен их функцией – все маркеры, а именно CD34, KiSS1, KiSS1R, PrE2 и PrE2R являются сосудистыми факторами, оказывая влияние на состояние кровеносных сосудов, а также играют ту или иную роль в процессе развития исследуемых лимфоидных органов. Так, кисспептины и их рецепторы вовлечены в регуляцию сосудистого тонуса (Mead EJ, Maguire JJ, Kuc RE and Davenport AP, 2007), простагландины E2 и их рецепторы принимают участие в снижении артериального давления, обладая мощным сосудорасширяющим эффектом (Юдаев Н.А., 1976), а белок СD34 отвечает за большинство гемопоэтических реакций в красном костном мозге (Bhatia M, Wang JCY, et al., 1997).
В настоящее время благодаря методамфлуоресцентной и отражательной конфокальной микроскопии (КЛСМ) стало возможным получение изображений очень высокого качества даже в случае толстых срезов, нефиксированных и малоокрашенных образцов. По сравнению с традиционной микроскопией данный метод делает возможным регулирование глубины поля, что исключает ухудшения изображения фоновыми засветками, обеспечивая получение более контрастных изображений с большим разрешением. Метод широко применяется в патоморфологии и в сочетании с иммуногистохимическим окрашиванием позволяет охарактеризовать отдельную клеточную популяцию или исследовать локализацию множества различных белковых молекул на ограниченном материале (Дурнова А.О., Крылова Ю.С., 2014).
Исходя из недостаточной изученности маркеров CD34, KiSS1, KiSS1R, PrE2 и PrE2R, и их динамики в иммуннокомпетентных органах в раннем постнатальном онтогенезе, целью нашей работы явилась оценка уровня экспрессии PrE2 и сосудистых факторов в тимусе, селезенке и лимфатических узлах человека на ранних стадиях постнатального развития.
Исходя из цели были поставлены следующие задачи:
1. Верифицировать и оценить уровень экспрессии PrE2, его рецептора - PrE2R и сосудистых факторов в тимусе, селезенке и лимфатических узлах человека на ранних стадиях постнатального онтогенеза;
2. Определить корреляцию между уровнем экспрессии указанных факторов и возрастом детей;
3. Проанализировать топографию областей, экспрессирующих изученные маркеры в структуре исследуемых лимфоидных органов;
4. Оценить степень функционального созревания основных органов иммунной системы (тимуса, селезенки, лимфатических узлов) человека в период раннего
5. Определить уровень экспрессии комплекса KISS1/KISS1R в органах лимфоидного ряда.
Проведенные исследования молекулярных механизмов функционального созревания тимуса на ранних стадиях постнатального развития свидетельствуют об активной экспрессии простагландина Е2 и сосудистотропных белков - CD34 и комплекса KiSS1/KiSS1R в основных органах иммунной системы – тимуса, селезенки и лимфатических узлах человека на ранних стадиях постнатального развития. При этом установлено, что во всех иммунокомпетентных органах снижается с возрастом: в тимусе пациента в возрасте 4 дней относительная площадь данного маркера составила 23%, в возрасте 8 месяцев 9 дней - 20%, тогда как для исследуемого в возрасте 9 месяцев - 4%. Следует отметить, что полученные результаты не согласуются с данными литературы о росте экспрессии до 11 месяцев (Логинова Н.П., 2015). В селезенке ребенка 4 дней реакция на антитела к CD34 составила 38%, для ребенка в возрасте 8 месяцев 9 дней - 29%, для ребенка 9 месяцев экспрессия CD34 - 2%. Для лимфатических узлов были установлены следующие значения: 4 дня- 31%, 8 месяцев 9 дней – 31%, 9 месяцев – 21%.
Во всех изученных иммунокомпетентных органах детей раннего постнатального периода развития верифицирована экспрессия белка KiSS1. Гистологические срезы вилочковой железы ребенка в возрасте 4 дней показали относительную площадь экспрессии маркера в количестве 8%, тогда как дети8,5 и 9 месяцев демонстрировали значения равные 24% и 16%, соответственно. Реакция на антитела к маркеру KiSS1 в лимфоузлах всех членов выборки в пересчете на Sэкспрессии составила 5%, 36% и 10%, соответственно. При этом относительная площадь экспрессии в селезенке у ребенка в возрасте 4 дня составила 46%, тогда как у исследуемого в возрасте 8 месяцев 9 дней она равна 31%, а у девятимесячного исследуемого - 19%. Полученные значения отличаются от данных литературы, которые отражают низкий уровень экспрессии маркера в селезенке на ранних стадиях постнатального онтогенеза(Титов Л.П., Кирильчик Е.Ю., Канашкова Т.А., 2009).
Для рецептора маркера KiSS1 – KiSS1R в процессе исследования были показаны следующие результаты. Реакция на антитела к рецептору кисспептина в тимусе ребенка в возрасте 4 дней составила 31%, у среднего по возрасту члена выборки - 38%, а у девятимесячного пациента - 40%. В селезенке относительная площадь экспрессии KiSS1R для всех членов выборки оказалась равна 22%, 36% и 42%, соответственно. Для лимфатических узлов полученные показатели были равны нижеследующим значениям. У члена выборки в возрасте 4 дней Sэкспрессии составила 36%, у ребенка 8 месяцев 9 дней данный показатель оказался равен 31%, тогда как для самого старшего исследуемого этот показатель составил 36%. Исходя из полученных данных можно сделать вывод, что с возрастом реакция на антитела к KiSS1R в тимусе, селезенке и лимфатических узлах у человека в период раннего постнатального развития, возрастает. В литературе данные по этому вопросу отсутствуют.
Продемонстрирована и оценена реакция на антитела к маркеру PrE2Synthase и его рецептору - PrE2R в вилочковой железе, селезенке и лимфатических узлах всех членов выборки. Для тимуса ребенка 4 дней относительная площадь экспрессии маркера PrE2 составила 7%, для среднего по возрасту ребенка - 27%, а для девятимесячного члена выборки - 17%. В то же время показатели Sэкспрессии рецептора простагландина E2 демонстрировали следующие результаты: для вилочковой железы младшего из членов выборки данный показатель составил 21%, для ребенка 8 месяцев 9 дней – 44%, а для исследуемого в возрасте 9 месяцев - 29%. В гистологических срезах селезенки реакция на антитела к PrE2 для всех участников исследуемой группы составила 17%, 21% и 18% соответственно. Для маркера PrE2R данные значения в селезенке оказались равны соответственно 23%, 35% и 37%.
Показатель относительной площади экспрессии для лимфатических узлов ребенка 4 дней оказался равен 22%, тогда как старшие члены выборки продемонстрировали значения равные 29% и 19%, соответственно. Противоположная картина в лимфоузлах пациентов наблюдается при оценке распределения реакции на антитела к PrE2R, где для ребенка в возрасте 4 дня значение относительной площади экспрессии маркера оказалось равным 42%, для среднего по возрасту члена выборки – 14%, а для девятимесячного исследуемого 28%.
Учитывая полученные значения, можнопредположить, что экспрессия PrE2Synthaseв иммунокомпетентных органах человека на ранних стадиях постнатального развития закономерно повышает свой уровень к восьмому месяцу антенатальной жизни, после чего постепенно снижаются. Это данные установлены впервые.
Показана связь между уровнями экспрессии в иммунокомпетентных органах(тимусе, селезенке и лимфатических узлах)детей и их возрастом. Так, корреляция между относительной площадью экспрессии маркера CD34 признана отрицательной (-0,823) и согласно таблице силе связи (Таблица 2) является сильной обратной. Из чего можно сделать вывод, что чем старше ребенок, тем ниже экспрессия маркера CD34. Корреляция между исследуемыми показателями для маркера PrE2Synthaseтакже является отрицательной (-0,985), но по уровню оценивается как сильная обратная связь, тогда как для рецептора простагландина Е2 связь признана сильной и прямой (0,933), из чего следует, что по мере взросления, относительная площадь экспрессии PrE2R будет только увеличиваться. Продемонстрировано присутствие корреляции между показателями возраста пациентов и значением реакций на антитела маркера KiSS1 и его рецептора – KiSS1R. Исходя из полученных результатов связь между исследуемыми значениями для KiSS1 определяется как прямая (0,495) и по силе расценивается как слабая, тогда как для рецептора кисспептина положительная корреляция в соответствии с таблицей 2 учитывается, как очень слабая (0,342).
Продемонстрировано наличие корреляции между показателями «возраст членов выборки» и «значение относительной Sэкспрессии» для каждой группы иммунокомпетентных органов (лимфатических узлов, селезенки и тимуса). Учитывая полученные значения правомерно сделать вывод, что для лимфатических узлов существует положительная корреляция между возрастом пациентов и уровнем экспрессии маркеров KiSS1 (0,561) и PrE2Synthase(0,137), которая по мощности расценивается, как средняя и очень слабая, соответственно.
В то же время имеется связь между выбранными показателями для маркеров CD34 (-0,515), KiSS1R (-0,373) и PrE2R (-0,829) признана отрицательной, и по силе, согласно таблице значений величин коэффициента корреляции, определяется, как средняя, слабая и сильная, соответственно.
Исходя из полученных результатов для селезенки можно предположить существование положительной корреляции между значениями реакции на антитела к маркерам KiSS1, KiSS1R, PrE2Synthase и PrE2R и возрастом детей. Так, для маркера KiSS1 (0,307) сила связи определяется, как очень слабая, для его рецептора - KiSS1R (0,971) и маркера PrE2R (0,976) связь расценивается, как очень сильная, тогда как для PrE2Synthase(0,726) положительная корреляция трактуется, как сильная. В то же время связь между выбранными показателями для маркера СD34 является сильной обратной (-0,745), и корреляция считается отрицательной.
Данные, полученные при выполнении работы позволяют выявить в вилочковой железе детей положительную корреляцию между выбранными признаками – «возраст - Sэкспрессии» для маркеров KiSS1, KiSS1R, PrE2Synthase и PrE2R. Таким образом, коэффициент Пирсона для KiSS1 равен 0,837, а степень связи расценивается, как сильная, как и для маркеров PrE2Synthase (0,807) и PrE2R (0,705), тогда как для рецептора кисспептина - KiSS1R (0,984) прямая связь является очень сильной. Для CD34 наблюдается иная картина – корреляция между выбранными показателями для данного маркера отрицательна (-0,677), а связь трактуется, как средняя по силе обратная.
Топографически, область экспрессии маркеров CD34, KiSS1, KiSS1R, PrE2Synthaseи PrE2R в гистологических срезах лимфатических узлов, селезенки и тимуса детей в раннем постнатальном онтогенезе локализуется в кортексе и в области кортико-медуллярного перехода (для вилочковой железы), в красной и белой пульпах органа, а также в районе ПАЛВ и маргинальной зоны (для селезенки), капсуле и медулле (для лимфатических узлов).
Данные литературы по локализации экспрессии изученных маркеров, совпадают с полученными результатами, что свидетельствует о генетической детерменированности, а не о эктопическом механизме экспрессии CD34, KiSS1, KiSS1R, PrE2Synthase и PrE2R в иммунокомпетентных органах.
1. Ажгихин И.С. Простагландины. М., 1978;
2. Варфоломеев С.Д. Биохимия: Учебное пособие. М., 1984.Т.49. 723 с.;
3. Горбунова О.Л., Ширшев С.В. Роль Кисспептина в формировании иммунологической толерантности при беременности. Журн. Акад. Наук. 2014. Т. 457, вып. 4. С. 494-497;
4. Горбунова О.Л., Ширшев С.В. Комплексное исследование иммуномодулирующей активности // Рос. иммунол. журн. 2014;
5. Горбунова О.Л., Ширшев С.В. Заморина С.А. Влияние кисспептина на функциональную активность моноцитов // Журн. Иммунология. 2013. Т. 34, вып. 5. С. 247-51;
6. Дурнова А.О., Крылова Ю.С., Пантелеев Л.Н., Мусихин С.Ф. Конфокальная лазерная сканирующая микроскопия – применение в патоморфологических исследованиях // Журн. Теор. и практ. биомединж. 2014. Вып. 5. С. 30-35;
7. Кузнецова Е.П., Линькова Н.С., Дудков А.В., Войцеховская М.А. Селезенка: онтогенез и старение // Журн. Геронтология. 2015. Вып. 1;
8. Логинова Н.П., Четвертных В.А., Хромцова Г.А., Даракчан Г.А. Влияние гипоксии на процесс васкулогенеза в тимусах у детей первого года жизни // Журн. Совр. пробл. науки и образ. 2015. Вып. 5;
9. Новицкий В.В, Гольдберг Е.Д, Уразова О.И. Патофизиология. Т.: ГЭОТАР-Медиа, 2009. Т. 1. 848 с.;
10. (Панков Ю.А.) PankovYA. Kisspeptin and leptin in the regulation of fertility // Journ. Mol. Biol., 2015. Т. 49. Р. 707-715;
11. Покровский В.М., Коротько Г.Ф. Физиология человека. М.: Медицина, 2003. 656 с.;
12. Рахманова А. Г., Пригожкина В. К., Неверов В. А. Инфекционные болезни: Руководство для врачей общей практики: Учебное пособие. М. - СПб., 1995;
13. Фрейдлин И.С. Загадки тимуса. Возраст и иммунитет // Сорос. Образов. Журн., 1997. Вып. 5. С 26-29;
14. Титов Л.П., Кирильчик Е.Ю., Канашкова Т.А. Особенности строения, развития и функционирования иммунной системы детского организма // Жур. Мед. Нов., 2009. Вып. 5;
15. Ширшев С.В. Иммунология материнско-фетальных взаимодействий // УрО РАН, 2009. 582 с;
16. Юдаев Н.А. Биохимия гормонов и гормональной регуляции: Учебное пособие. М., 1976. 300 с;
17. Abbas A.R., et al. Immune response in silico (IRIS): immune-specific genes identified from a compendium of microarray expression data // Journ. Genes Immun. Vol. 6. P. 319–331;
18. Abrahamas V.M., Kim Y.M., Straszewski S.L. et al. Macrophages and apoptotic cell clearance during pregnancy // Journ. Reprod. Immunol., 2004. Vol. 51. P. 275-82;
19. Aizawa Y., Shimizu T. Effects of estradiol and oxytocin on the realize of prostaglandin-like substance from isolated rat uterus // Jurn. Pharmacol. J, 1978. 28, P. 847-852;
20. Anagnostou V. et al: Innervation of the Human Thymus and Spleen – an Overview. Brain Immune Media Ltd, 2016;
21. Appasamy PM, Pendino K, Schmidt RR, et al. Expression of prostaglandin G/H synthase (cyclooxygenase) during murine fetal thymic development // Journ. Cell Immunol., 1991. Vol. 137 (2). P. 341-57;
22. Becker JA, Mirjolet JF, Bernard J, et al. Activation of GPR54 promotes cell cycle arrest and apoptosis of human tumor cell through a specific transcriptional program not shared by other Gq-coupled receptors // Biohem Biophys Res Commun, 2005. 326. P. 677-686;
23. Bailey R.P., Weiss L. Ontogeny of human fetal lymph nodes // Journ. Anatomy, 1975. Vol. 142. P. 15-28;
24. Balogh, P., Horvath, G., and Szakal, A. K. Immunoarchitecture of distinct reticular fibroblastic domains in the white pulp of mouse spleen // Journ. Histochem Cytochem, 2004. Vol. 52. P. 1287–98;
25. Balogh P., Lábadi A. Structural Evolution of the Spleen in Man and Mouse. Springe Link, 2010. P. 121-141;
26. Basha S, Surendran N, Pichichero M. Immune Responses in Neonates // Expert Rev Clin Immunol., 2014. Vol. 10(9). P. 1171–1184;
27. Belderbos ME, Levy O, Meyaard L, Bont L. Plasma-mediated immune suppression: a neonatal perspective // Pediatr Allergy Immunol., 2013. Vol. 24(2). P. 102-13;
28. Ben-Izhak O, Bejar J, Ben-Eliezer S, Vlodavsky E. Splenic littoral cell haemangioendothelioma: a new low-grade variant of malignant littoral cell tumour. Histopathology, 2001. Vol. 39. P. 469–475;
29. Berenson RJ, Andrews RG, Bensinger WI, et al. Antigen CD34+ marrow cells engraft lethally irradiated baboons // Journ. Clin Invest, 1988;
30. Bhatia M, Wang JCY, Kapp U, Bonnet D, Dick JE. Purification of primitive human hematopoietic cells capable of repopulating immune-deficient mice // Proc Natl Acad Sci USA, 1997;
31. Bilban M., Ghaffari-Tabrizi N., Hintermann E., Bauer S., et al. Kisspeptin-10, a KiSS-1/metastin-derived decapeptide, is a physiological invasion inhibitor of primary human trophoblasts // Journ. of Cell Science, 2004. Vol. 117. P. 1319-1328;
32. Bockaert, J., and Pin, J. P. Molecular tinkering of G protein-coupled receptors: an evolutionary success // Journ. EMBO, 1999. Vol. 19. P. 1723–1729;
33. Borley N. Spleen. In: Standring S. L.: Gray’s Anatomy, 2005;
34. Brendolan A., Rosado M.M., Carsetti R., Selleri L and Dear T.N. Development and function of the mammalian spleen // BioEssays, 2007. Vol. 29. P. 166–177;
35. Campbell DJ, Kim CH, Butcher EC. Chemokines in the systemic organization of immunity // Immunol Rev., 2003. Vol. 195. P. 58-71;
36. Canbay E., Ergen A., Bugra D., Yamaner S., Eraltan I.Y., Buyukuncu Y., Bulut T. Kisspeptin-54 levels are increased in patients with colorectal cancer // World J Surg., 2012. Vol. 36(9). P. 2218-24;
37. Cesta M.F. Normal Structure, Function, and Histology of the Spleen // Toxic. Pathol., 2006. Vol. 34. P. 455–465;
38. Civin CI, Strauss LC, Brovall C, et al. Antigenic analysis of hematopoiesis. III. A hematopoietic progenitor cell surface antigen defined by a monoclonal antibody raised against KG-1a cells // Journ. Immunol., 1984. Vol. 133. P. 157–165;
39. Cheung H.T., Nadakavukaren M.J. Age-dependent changes in the cellularity and ultrastructure of the spleen of Fischer F344 rats // Mech Ageing Dev., 1983. 22. P. 23–33;
40. Chung YS, Son JK, Choi B et al. Co-transplantation of human fetal thymus, bone and CD34 (+) cells into young adult immunodeficient NOD/SCID IL2Rγ (null) mice optimizes humanized mice that mount adaptive antibody responses // Clin Immunol., 2015. Vol. 157(2). P. 156-65;
41. Coceani F., Pace-Asciak C., Volta F. & Wolfe L. S. Effect of nerve stimulation on prostaglandin formation and release from the rat stomach // Am. J. Physio., 1967. Vol. 213. P. 1056-1064;
42. Curtis-Prior P. The Eicosanoids. L.: Wiley, 2004. P. 654;
43. Davies B.N., Withringston P.G. The effects of prostaglandins E1 and E2 on the smooth muscle of the dog's spleen and on its responses to catecholamines, angiotensin and nerve stimulation // Br. J. Pharmac. Chemother, 1968. Vol. 32. P. 136-144;
44. Davies B.N., Withringston P.G. Actions of prostaglandin F20 on the splenic vascular and capsular smooth muscle in the dog // Br. J. Pharmac., 1971. Vol. 41. P. 1-7;
45. Demeure C.E., Yang LP., Desjardins C., Raynauld P., Delespesse G. Prostaglandin E2 primes naive T cells for the production of anti-inflammatory cytokines // Eur J Immunol. 1997. Vol. 27(12). P. 3526–31;
46. Diemert A., Hartwig I., Pagenkemper M. et al. Fetal thymus size in human pregnancies reveals inverse association with regulatory T cell frequencies in cord blood // Journ. Reprod. Immunol., 2015;
47. Dijkstra, C. D., Veerman, A. J. P. Normal Anatomy, Histology, Ultrastructure, Rat. In: Monographs on Pathology of Laboratory Animals: Hemopoietic System. B.: Springer-Verlag, 1990. P. 185–93;
48. Dubey A., Jethani S., Mehrotra N., Singh D. Development of the Human Lymph Nodes - A Histological Study // Journ. of Clin. and Diagn. Resear., 2012. Vol. 6(7). P. 1155-1157;
49. Dubois RN, Abramson SB, Crofford L, Gupta RA, Simon LS, Van De Putte LB, Lipsky PE. Cyclooxygenase in biology and disease // Journ. FASEB, 1998. Vol. 12. P. 1063–1073;
50. Foeldi M. Anatomy of the Lymphatic System. Textbook of Lymphology. M.: Urban and Fischer, 2006. Chapt. 1;
51. Földi M, Földi E. Physiology and pathophysiology of the lymph vascular system. In: Földi M, Földi E, eds-in-chief. Textbook of Lymphology. M.: Urban & Fischer, 2012. P. 135-173;
52. Friedman Z. Regulation of Kisspeptin-expressing neurons and stimulatory mode of action of Kisspeptin in Immortalized Hypothalamic Cell Models // A thes. Subm. in conform. with the require. for the degr. of Master of Science, 2013;
53. George A., Ritter M. Thymic Involution with Ageing: Obsolescence or Good Housekeeping? // Imm. Tod., 1996. Vol. 17 (6). P. 267–272;
54. Gilmore N., Vane J.R., Wyllie J.H. Prostaglandins released by the Spleen. Nature, Vol. 218, Issue 5147, pp. 1135-1140, 1968;
55. Goodell M.A. CD34+ or CD34−: Does it Really Matter? // Jour. Blood, 1999;
56. (Glantz S.A.) Гланц С. Медико-биологическая статистика. Учебное пособие: М., Практика, 1998. 458 с;
57. HalkiasJ, YenB, TaylorKT, ReinhartzO, etal. Conserved and divergent aspects of human T-cell development and migration in humanized mice // Immunol. and Cell Biol., 2015. Vol. 93. P. 716–726;
58. Hart, P.H., Gorman, S., Finlay-Jones, J.J. Modulation of the immune system by UV radiation: more than just the effects of vitamin D? // Nat. Rev. Immunol., 2011. Vol. 11. P. 584–596;
59. Hill M.A. Thymus Development // Journ. Embryology, 2016;
60. Hodgins DC, Shewen PE. Vaccination of neonates: problem and issues // Journ. Vaccine., 2012. Vol. 30(9), P. 1541–1559;
61. Holt P. G., Jones C. A. The development of the immune system during pregnancy and early life // Jour. Allergy., 2000. Vol. 55 (8);
62. Horikoshi Y., Matsumoto H., Takatsu Y. et al. // Journ. Clin. Endocrinol. Metab., 2003. Vol. 2. P. 914-919;
63. Horton E.W. Hypotheses on physiological roles of prostaglandins // Physiol. Rev., 1969. Vol. 49. P. 122-161;
64. Hu Z., Yang Y.-G. Human lymphohematopoietic reconstitution and immune function in immunodeficient mice receiving cotransplantation of human thymic tissue and CD34+ cells // Cell Mol Immunol., 2012. 9(3). P. 232–236;
65. Ikeguchi M, Yamaguchi K, Kaibara N. Clinical significance of the loss of KISS-1 and orphan G-protein-coupled receptor (hOT7T175) gene expression in esophageal squamous cell carcinoma // Clin Cancer Res., 2004. Vol. 10. P. 1379-1383
66. Jiang T, Zhang SI, Lin B, et al. Expression and clinical significance of KISS-1 and GPR54 mRNA in endometrial carcinoma // Zhonghua Zhong Liu Za Zhi, 2005. Vol. 27, P. 229-231;
67. Junqueira L.C., Carneiro J. Lymphoid System. In: Basic Histology. N.Y.: Lange Medical Books McGraw-Hill, 2003;
68. Kaldjian E. P., Gretz, J.E., Anderson A.O., Shi Y., Shaw S. Spatial and molecular organization of lymph node T cell cortex: a labyrinthine cavity bounded by an epithelium-like monolayer of fibroblastic reticular cells anchored to basement membrane-like extracellular matrix. International Immunology // Oxford Journ., 2001. Vol. 1(10). P. 1243–1253;
69. Kalinski P. Regulation of Immune Responses by Prostaglandin E2 // Journ. Immunol., 2012. Vol. 188(1). P. 21–28;
70. Katsuyama M, Nishigaki N, Sugimoto Y, Morimoto K, Negishi M, Narumiya S, Ichikawa A. The mouse prostaglandin E receptor EP2 subtype: cloning, expression, and Northern blot analysis // FEBS Letters., 1995. Vol. 372 (2–3). P. 151-156;
71. Kelly R.W. Nutrition and Placental Development // Proc. Nutr. Soc. Aust., 1992. Vol. 17. P. 203-210;
72. Kotani M, Detheux M, Vandenbogaerde A, Communi D, Vanderwinden J-M, et al. The Metastasis Suppressor Gene KiSS-1 Encodes Kisspeptins, the Natural Ligands of the Orphan G Protein-coupled Receptor GPR54 // Journ. of boil. Chem., 2001. Vol. 276 (37). P. 34631–34636;
73. Kuper, D. F., de Heer, E., Van Loveren, H., Vos, J. G. Immune System. In Handbook of Toxicologic Pathology (W. M. Haschek, C. G. Rousseaux and M. A. Wallig, eds.). S.D.: Academic Press, 2002. P. 585-646;
74. Kutzner H. Expression of the human progenitor cell antigen CD34 (HPCA-1) distinguishes dermatofibrosarcoma protuberans from fibrous histiocytoma in formalin-fixed, paraffin-embedded tissue // Journ. Am Acad Dermatol., 1993. 28:613–617;
75. Lan P, Tonomura N, Shimizu A, Wang S and Yang Y-G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation // Blood, 2006. Vol. 108. P. 487-492;
76. Lanza F, Healy L, Sutherland DR. Structural and functional features of the CD34 antigen: An update // Journ. Biol. Regul. Homeost. Agents., 2001. Vol. 15. P. 1–13;
77. Lee, D.K., et al. Discovery of a receptor related to the galanin receptors // FEBS Lett, 1999. Vol. 446(1). P. 103-7;
78. Lipsett B.M. The Prostaglandins: Progress In Research // Arch Intern Med. 1973. Vol. 132(2). P. 300;
79. Liu D, Ellis H. The mystery of the thymus gland // Clin Anat., 2016. Vol. 29(6). P. 679-84;
80. Liu L, Johnson H.L., Cousens S., et al. Global, regional, and national causes of child mortality: an updated systematic analysis for 2010 with time trends since 2000 // Journ. Lancet, 2012. Vol. 379(9832). P. 2151–2161;
81. Losco, P. (1992. Normal Development, Growth, and Aging of the Spleen. In: Pathobiology of the Aging Rat. W.: ILSI Press, 1992. P. 75-94;
82. Louveau A. at al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels // Journ. Nature, 2015. Vol. 523. P. 337-341;
83. Matsuno, K., Ezaki, T., and Kotani, M. (1989). Splenic outer periarterial lymphoid sheath (PALS): an immunoproliferative microenvironment constituted by antigen-laden marginal metallophils and ED2-positive macrophages in the rat // Cell Tissue Res. Vol. 257. P. 459–70;
84. Mead EJ, Maguire JJ, Kuc RE and Davenport AP. Kisspeptins: a multifunctional peptide system with a role in reproduction, cancer and the cardiovascular sustem // British Journ. of Pharmac., 2007. Vol. 151. P. 1143-1153;
85. Mebius R.E., Kraal G. Structure and function of the spleen // Nature Rev. Immunol., 2005. Vol. 5. P. 606-616;
86. Mitchell M.D. Recent Advances in Prostaglandin, Thromboxane and Leukotriene, 1988;
87. Moore KL, Persaud TVN. The Cardiovascular System. In: Before We Are Born: 6th ed. USA: Saunders, 2003. P.302;
88. Morelli SS, Mandal M, Goldsmith LT, Kashani BN, Ponzio NM. The maternal immune system during pregnancy and its influence on fetal development // Journ. Blood/ 2015. Vol. 6. P. 171—189;
89. Muthuswamy R, Mueller-Berghaus J, Haberkorn U, Reinhart TA, Schadendorf D, and Kalinski P. PRE2 transiently enhances DC expression of CCR7 but inhibits the ability of DCs to produce CCL19 and attract naive T cells // Journ. Blood, 2010. Vol. 116(9). P. 1454–1459;
90. Narumiya S, FitzGerald GA. Genetic and pharmacological analysis of prostanoid receptor function // Journ. Clin. Invest., 2001. Vol. 108. P. 25–30;
91. Nolte, M. A., Hamann, A., Kraal, G., and Mebius, R. E. The strict regulation of lymphocyte migration to splenic white pulp does not involve common homing receptors // Journ. Immunol., 2002. Vol. 106. P. 299– 307;
92. Ohtaki T, Shintani Y, Honda S. et al. Metastasis supressor gene KISS-1 encodes peptide ligand of a G-protein-coupled receptor // Journ. Nature, 2001. Vol. 411. P. 613-617;
93. Oldfield S., Grubb BD., Donaldson LF. Identification of a prostaglandin E2 receptor splice variant and its expression in rat tissues // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2001. Vol. 63(4). P. 165-73;
94. Ono K., Kaneko H., Choudhary S., Pilbeam CC., Lorenzo JA, Akatsu T., Kugai N., Raisz LG. Biphasic effect of prostaglandin E2 on osteoclast formation in spleen cell cultures: role of the EP2 receptor // Journ. Bone Miner Res., 2005;
95. (PattenB.M.) ПэттенБ. Эмбриологиячеловека. М.: Медгиз, 1959. 390 с;
96. Pendino KJ, Chepenik KP, Schmidt RR. Differential eicosanoid synthesis by murine fetal thymic non-lymphoid cells // Immunol Cell Biol., 1992. Vol. 70(4), P. 237-52;
97. Pinkel D. Ultrastructure of human fetal thymus // Amer. J. Dis. Child., 1968. Vol. 115. P. 222;
98. Pusztaszeri Marc P., Seelentag Walter, Bosman Fred T. Immunohistochemical Expression of Endothelial Markers CD31, CD34, von Willebrand Factor, and Fli-1 in Normal Human Tissues // Journ. of Histochem. & Cytochem., 2006. Vol. 54(4). P. 385–395;
99. Ricciotti E., FitzGerald G.A. Prostaglandins and Inflammation // Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 2011. Vol. 31, P. 986-1000;
100. Rocca B, Spain LM, Puré E, Langenbach R, Patrono C and FitzGerald GA. Distinct roles of prostaglandin H synthases 1 and 2 in T-cell development // Journ. Clin. Invest., 1999. Vol. 103. P. 1469–1477;
101. Rousseau M, Naika GS, Perron J, Jacques F, Gelb MH, Boilard E. Study of the Role of Cytosolic Phospholipase A2 Alpha in Eicosanoid Generation and Thymocyte Maturation in the Thymus // Journ. Plos, 2015;
102. (RoytA.) Ройт А. Основы иммунологии. М.: Мир, 1991. 328 c;
103. Sahoko M., Yasuhiro E., Ming-jiang X., Takefumi I. et al. CD34 expression on long-term repopulating hematopoietic stem cells changes during developmental stages // Journ. Blood, 2001. Vol. 97, P. 419-425.
104. Saito, H., Yokoi, Y., Watanabe, S., Tajima, J., Kuroda, H., and Namihisa, T. Reticular meshwork of the spleen in rats studied by electron microscopy // Am J Anat, 1988. Vol. 181. P. 235–52;
105. Salcedo R, Zhang X, Young HA, Michael N, Wasserman K. et al. Angiogenic effects of prostaglandin E2 are mediated by up-regulation of CXCR4 on human microvascular endothelial cells // Journ. Blood, 2003. Vol. 102(6). P. 1966-77;
106. Sanchez-Carbayo M, Capodieci P, Cordon-Cardo C. Tumor supressor role of KISS-1 in bladder cancer loss of KISS-1 expression is associated with bladder cancer progression and clinical outcome // Am. J. Pathol., 2003. Vol. 162. P. 609-617;
107. Sato T, Laver JH, Ogawa M. Reversible expression of CD34 by murine hematopoietic stem cells // Journ. Blood 1999. Vol. 94. P. 2548;
108. Schumacher A., Brachwitz N., Sindy S. et al. // Journ. Immunol. 2009. Vol. 182, P. 5488-5497;
109. Scott M.N., Royce L.X. Ng, Gorman S, Norval M, Waithman J. and Hart P.H. Prostaglandin E2 imprints a long-lasting effect on dendritic cell progenitors in the bone marrow // Journ. of Leukoc. Biol., 2014. Vol. 95. P. 225-232;
110. Sidney L.E, Branch M.J., Dunphy S.E., Dua H.S., and Hopkinson A. Concise Review: Evidence for CD34 as a Common Marker for Diverse Progenitors // Stem Cells, 2014. Vol. 32(6). P. 1380–1389;
111. Simon A.K., Hollander G.A., McMichael A. Evolution of the immune system in humans from infancy to old age // Proc Biol Sci., 2015;
112. Shirasaki F, Takata M, Hatta N, Takehara K. Loss of expression of the metastasis supressor gene KISS1 during melanoma progression and its association with LOH of cromosome 6q16.3-q23 // Cancer Res., 2001. Vol. 61. P. 7422-7425;
113. Shipman PM, Schmidt RR, Chepenik KP. Relation between arachidonic acid metabolism and development of thymocytes in fetal thymic organ cultures // Journ. Immunol., 1988. Vol. 140(8). P. 2714-2720;
114. Smith W.L., DeWitt D.L., Garavito R.M. Cyclooxygenases: Structural, cellular, and molecular biology // Annu Rev Biochem., 2000/ Vol. 69. P. 145–182;
115. Smyth EM, Grosser T, Wang M, Yu Y, FitzGerald GA. Prostanoids in health and disease // Journ. Lipid Res., 2009. Vol. 50. P. 423–428;
116. Strausberg RL, Feingold EA, Grouse LH, Derge JG, Klausner RD, Collins FS, et al. Generation and initial analysis of more than 15,000 full-length human and mouse cDNA sequences // Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2002. Vol. 99(26);
117. Tilley SL, Coffman TM, Koller BH. Mixed messages: modulation of inflammation and immune responses by prostaglandins and thromboxanes // Journ. Clin Invest., 2001. Vol. 108. P. 15–23;
118. Van Rees, E. P., Sminia, T., and Dijkstra, C. D. Structure and Development of the Lymphoid Organs // Pathobiology of the Aging Mouse (U. Mohr, D. L. Dungworth, C. C. Capen, W. W. Carlton, J. P. Sundberg and J. M. Ward, eds.). W.: ILSI Press, 1996. Vol. 1. P. 173–187;
119. Varas A, Jime´nez E, Sacedo´n R. et al. Analysis of the Human Neonatal Thymus: Evidence for a Transient Thymic Involution // Journ. Immunol., 200. P. 6260-6267;
120. Ward, J. M., Mann, P. C., Morishima, H., and Frith, C. H. (1999). Thymus, Spleen, and Lymph Nodes // Pathology of the Mouse (R. R. Maronpot, ed.). V.: Cache River Press, 1999. P. 333–360;
121. Warwick R., Williams P.L. Angiology (Chapter 6). Gray's anatomy. L.: Longman, 1973 [1858]. P. 588–785;
122. Westra WH, Gerald WL, Rosai J. Solitary fibrous tumor. Consistent CD34 immunoreactivity and occurrence in the orbit // Am. J. Pathol., 1994. Vol. 18. P. 992-998;
123. Yang J.C., Rickman L.S., and Bosser S.K. The clinical diagnosis of splenomegaly // West Journ Med., 1991. Vol. 155(1), P. 47–52.
124. http://discovery.lifemapsc.com/library/review-of-medical-embryology/chapter-128-development-of-the-lymphatic-system. Originally from Review of Medical Embryology, Ben Pansky, 1982;
125. Giembycz M, Jones L.R., Narumiya S., Norel X., Woodward FD, et al. Prostanoid receptors: EP2 receptor. http://www.guidetopharmacology.org. (Last modified on 07/12/2016);
126. Shahid S., Zehra U., Chaves C. Thymus. On-line journ. Kenhub, https://www.kenhub.com/en/library/anatomy/thymus. (Дата обращения: 4.02.2017);