Тип работы:
Предмет:
Язык работы:


Иммунногистохимический анализ клаудинов в различных областях головного мозга крыс

Работа №128397

Тип работы

Бакалаврская работа

Предмет

биология

Объем работы26
Год сдачи2021
Стоимость4230 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
21
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


ВВЕДЕНИЕ 3
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 5
Гематоэнцефалический барьер 5
Циркумвентрикулярные органы 6
Area postrema 7
Межклеточные контакты 8
Свойства белков клаудинов и окклюдина 10
5.1. Свойства клаудинов-3,-5 10
5.2. Свойства клаудинов-4,-8,-10,-12 11
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 12
3.1. Экспериментальные животные. 12
3.2. Методика получения замороженных срезов. 12
3.3. Иммуногистохимический анализ 12
3.4.. Конфокальная микроскопия. 13
ПРИЛОЖЕНИЕ 14
Таблица 1. Используемые первичные антитела 14
Таблица 2. Используемые вторичные антитела 15
Таблица 3. Используемые другие красители 15
РЕЗУЛЬТАТЫ 16
4.1 Иммуногистохимическое определение белков-маркеров различных типов клеток в
головном мозге крысы. 16
4.2 Иммуногистохимическое определение окклюдина в лобных долях 17
4.3 Иммуногистохимическое определение клаудинов-4,-8,-10,-12 в лобных долях 18
4.4 Иммуногистохимическое определение белков плотных контактов в area postrema 19
ОБСУЖДЕНИЕ 19
ВЫВОДЫ 20
БЛАГОДАРНОСТИ 20
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 21

Системные функции мозга базируются на гистологической, биохимической, медиаторной и функциональной гетерогенности свойств различных областей мозга. В частности, тканевые барьеры, являющиеся необходимыми структурами мозга и обеспечивающие разделение отдельных компартментов мозга, существенно различаются по своим свойствам. Гематоэнцефалический барьер, разделяющий плазму крови кровеносных сосудов и тканевую жидкость головного мозга, обладает выраженными барьерными свойствами. Строго регулируемый трансклеточный и селективный межклеточный транспорт обеспечивают сохранение параметров внутренней среды мозга и, тем самым, создают оптимальные условия для функций нейронов и мозга в целом [1]. В тоже время существуют области мозга, объединенные понятием циркумвентрикулярные органы, в которых барьерные свойства гематоэнцефалического барьера изменены. Предполагается, что некоторые из них представляют из себя структуры, в которых происходит интеграция метаболических сигналов плазмы крови и деятельности нервных клеток. Так, одна из областей продолговатого мозга, а именно area postrema,представляет из себя образование, в котором в результате повышенной проницаемости гематоэнцефалического барьера метаболиты крови могут оказывать влияние на деятельность рядом расположенных нервных ядер, в частности моторного ядра блуждающего нерва [2].
Гематоэнцефалический барьер можно определить как совокупность тесно взаимодействующих между собой тканевых структур и физиологических механизмов, контролирующих обмен веществами между кровью и центральной нервной системой с целью поддержания условий, оптимальных для функционирования мозга. По существующим представлениям в гематоэнцефалический барьер входят следующие структуры: отростки астроцитов, перициты, эндотелий сосудов головного мозга, соединенный плотными контактами, а также базальная мембрана. Главную роль в обеспечении барьерной функции гематоэнцефалического барьера в настоящее время приписывается именно клеткам эндотелия сосудов головного мозга и соединяющим их плотным контактам [3]. Таким образом, изучение проницаемости эндотелия мозговых капилляров и механизмов его регуляции представляет собой первоочередную задачу при исследовании барьерных свойств этого тканевого барьера.
Основными белками, формирующими плотные контакты, являются: окклюдин [4], семейство клаудинов [5], белки адгезии JAM [6], трансмембранный белок трицеллюлин [7], а также цитоплазматические белки ZO (zonula occludens)-1, ZO-2, ZO-3 и цингулин, связывающие трансмембранные белки с актиновым цитоскелетом [8]. Свойства плотных контактов и их проницаемость определяются экспрессией трансмембранных белков семейства клаудина [5], насчитывающего в настоящий момент более 20 представителей. Кластеры различных клаудинов обеспечивают изменение селективной проницаемости эпителиального барьера от высокопроницаемого до непроницаемого состояния [9]. Поэтому изучение молекулярного разнообразия белков плотных контактов, в частности клаудинов, является актуальной задачей в изучении барьерных свойств тканевых барьеров мозга.
Ключевыми белками, участвующим в формировании плотных контактов между клетками эндотелия сосудов мозга, является клаудин-3 и -5. Функциональная роль клаудина-5 в формировании барьерных свойств эпителия сосудов мозга была показана в опытах с мышами, нокаутными по его гену. У этих животных гематоэнцефалический барьер стал проницаем для молекул с массой менее 800 Да [10]. Временное выключение гена клаудина-5 ведет к сходным изменениям в барьерных свойствах эндотелия сосудов и изменению поведения при тестовом введении тиролиберина. Восстановление экспрессии клаудина-5 снимает наблюдаемые изменения в проницаемости и поведении [11]. Однако, в обогащенной фракции эндотелия сосудов мозга обнаружены мРНК пятнадцати клаудинов, при этом ее содержание для разных клаудинов отличается на несколько порядков [12]. Кроме клаудина-3 и -5 высокий уровень транскриптов обнаружен для клаудина-4, -8, -10 и -12. В настоящий момент отсутствуют данные о наличии этих белков в ткани головного мозга, в частности в эндотелии сосудов.
Цель данного исследования состояла в иммуногистохимическом определении наличия и локализации клаудина-4, -8, -10 и -12 в различных по своим свойствам областях: ткани лобных долей и areapostremaмозга крысы.
В соответствии с целью было поставлено несколько задач:
1. Освоение различных методов для достижения результата: замороженных срезов, иммуногистохимического анализа, конфокальной микроскопии;
2. Идентификация различных типов клеток с помощью соответствующих белков-маркеров для верификации используемого метода иммуногистохимического исследования;
3. Изучение распределения белков плотных контактов клаудинов-4,-8,-10,-12 в лобных долях и area postrema

Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании работ!


1. Методом иммуногистохимического анализа впервые показано наличие клаудина-4 в эндотелии сосудов лобных долей головного мозга крыс.
2. Сигнал от клаудина -8, -10, -12 в ткани лобных долей не идентифицирован.
3. Клаудин -4, -8, -10, -12 в области area postrema не были обнаружены.



1. Sweeney MD, Zhao Z, Montagne A, Nelson AR, Zlokovic BV. Blood-Brain Barrier: From Physiology to Disease and Back. Physiol Rev. 2019 Jan 1;99(1):21-78. doi: 10.1152/physrev.00050.2017.
2. Maolood N, Meister B. Protein components of the blood-brain barrier (BBB) in the brainstem area postrema-nucleus tractus solitarius region. J Chem Neuroanat. 2009 May;37(3):182-95. doi: 10.1016/j.jchemneu.2008.12.007. Epub 2008 Dec 25.
3. Cardoso FL, Brites D, Brito MA. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Res Rev. 2010 Sep 24;64(2):328-63. doi: 10.1016/j.brainresrev.2010.05.003. Epub 2010 May 26.
4. Furuse M, Hirase T, Itoh M, Nagafuchi A, Yonemura S, Tsukita S, Tsukita S. Occludin: a novel integral membrane protein localizing at tight junctions. J Cell Biol. 1993 Dec;123(6 Pt 2):1777-88. doi: 10.1083/jcb.123.6.1777.
5. Furuse M, Sasaki H, Fujimoto K, Tsukita S. A single gene product, claudin-1 or -2, reconstitutes tight junction strands and recruits occludin in fibroblasts. J Cell Biol. 1998 Oct 19;143(2):391-401. doi: 10.1083/jcb.143.2.391.
6. Martin-Padura I, Lostaglio S, Schneemann M, Williams L, Romano M, Fruscella P, Panzeri C, Stoppacciaro A, Ruco L, Villa A, Simmons D, Dejana E. Junctional adhesion molecule, a novel member of the immunoglobulin superfamily that distributes at intercellular junctions and modulates monocyte transmigration. J Cell Biol. 1998 Jul 13;142(1):117-27. doi: 10.1083/jcb.142.1.117.
7. Ikenouchi J, Furuse M, Furuse K, Sasaki H, Tsukita S, Tsukita S. Tricellulin constitutes a novel barrier at tricellular contacts of epithelial cells. J Cell Biol. 2005 Dec 19;171(6):939-45. doi: 10.1083/jcb.200510043.
8. Ballabh P, Braun A, Nedergaard M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiol Dis. 2004 Jun;16(1):1-13. doi: 10.1016/j.nbd.2003.12.016.
9. Markov AG, Aschenbach JR, Amasheh S. Claudin clusters as determinants of epithelial barrier function. IUBMB Life. 2015 Jan;67(1):29-35. doi: 10.1002/iub.1347. Epub 2015 Mar 18.
10. Nitta T, Hata M, Gotoh S, Seo Y, Sasaki H, Hashimoto N, Furuse M, Tsukita S. Size-selective loosening of the blood-brain barrier in claudin-5-deficient mice. J Cell Biol. 2003 May 12;161(3):653-60. doi: 10.1083/jcb.200302070.
11. Campbell M, Kiang AS, Kenna PF, Kerskens C, Blau C, O'Dwyer L, Tivnan A, Kelly JA, Brankin B, Farrar GJ, Humphries P. RNAi-mediated reversible opening of the blood-brain barrier. J Gene Med. 2008 Aug;10(8):930-47. doi: 10.1002/jgm.1211.
12. Ohtsuki S, Yamaguchi H, Katsukura Y, Asashima T, Terasaki T. mRNA expression levels of tight junction protein genes in mouse brain capillary endothelial cells highly purified by magnetic cell sorting. J Neurochem. 2008 Jan;104(1):147-54. doi: 10.1111/j.1471-4159.2007.05008.x. Epub 2007 Oct 30.
13. Alvarez JI, Dodelet-Devillers A, Kebir H, Ifergan I, Fabre PJ, Terouz S, Sabbagh M, Wosik K, Bourbonniere L, Bernard M, van Horssen J, de Vries HE, Charron F, Prat A. The Hedgehog pathway promotes blood-brain barrier integrity and CNS immune quiescence. Science. 2011 Dec 23;334(6063):1727-31. doi: 10.1126/science.1206936. Epub 2011 Dec 1.
14. Winkler EA, Bell RD, Zlokovic BV. Pericyte-specific expression of PDGF beta receptor in mouse models with normal and deficient PDGF beta receptor signaling. Mol Neurodegener. 2010 Aug 25;5:32. doi: 10.1186/1750-1326-5-32.
15. Zhao Z, Nelson AR, Betsholtz C, Zlokovic BV. Establishment and Dysfunction of the Blood-Brain Barrier. Cell. 2015 Nov 19;163(5):1064-1078. doi: 10.1016/j.cell.2015.10.067.
16. Daneman R, Zhou L, Agalliu D, Cahoy JD, Kaushal A, Barres BA. The mouse blood-brain barrier transcriptome: a new resource for understanding the development and function of brain endothelial cells. PLoS One. 2010 Oct 29;5(10):e13741. doi: 10.1371/journal.pone.0013741.
17. Fu BM. Transport Across the Blood-Brain Barrier. Adv Exp Med Biol. 2018;1097:235-259. doi: 10.1007/978-3-319-96445-4_13.
18. Loscher W, Potschka H. Blood-brain barrier active efflux transporters: ATP-binding cassette gene family. NeuroRx. 2005;2(1):86-98. doi:10.1602/neurorx.2.1.86
19. Pardridge WM. Blood-brain barrier delivery. Drug Discov Today. 2007 Jan;12(1-2):54-61. doi: 10.1016/j.drudis.2006.10.013. Epub 2006 Nov 13.
20. Pardridge WM. Blood-brain barrier endogenous transporters as therapeutic targets: a new model for small molecule CNS drug discovery. Expert Opin Ther Targets. 2015;19(8):1059-72. doi: 10.1517/14728222.2015.1042364. Epub 2015 May 2.
21. Ransohoff, R., Engelhardt, B. The anatomical and cellular basis of immune surveillance in the central nervous system. Nat Rev Immunol 12, 623-635 (2012).
22. Zlokovic BV. Neurovascular pathways to neurodegeneration in Alzheimer's disease and other disorders. Nat Rev Neurosci. 2011 Nov 3;12(12):723-38. doi: 10.1038/nrn3114.
23. Kuppers V, Vockel M, Nottebaum AF, Vestweber D. Phosphatases and kinases as regulators of the endothelial barrier function. Cell Tissue Res. 2014 Mar;355(3):577-86. doi: 10.1007/s00441-014-1812-1. Epub 2014 Feb 25.
24. Martin-Padura I, Lostaglio S, Schneemann M, Williams L, Romano M, Fruscella P, Panzeri C, Stoppacciaro A, Ruco L, Villa A, Simmons D, Dejana E. Junctional adhesion molecule, a novel member of the immunoglobulin superfamily that distributes at intercellular junctions and modulates monocyte transmigration. J Cell Biol. 1998 Jul 13;142(1):117-27. doi: 10.1083/jcb.142.1.117.
25. Wolburg H, Wolburg-Buchholz K, Kraus J, Rascher-Eggstein G, Liebner S, Hamm S, Duffner F, Grote EH, Risau W, Engelhardt B. Localization of claudin-3 in tight junctions of the blood-brain barrier is selectively lost during experimental autoimmune encephalomyelitis and human glioblastoma multiforme. Acta Neuropathol. 2003 Jun;105(6):586-92. doi: 10.1007/s00401-003-0688-z. Epub 2003 Feb 25.
26. Luissint AC, Federici C, Guillonneau F, Chretien F, Camoin L, Glacial F, Ganeshamoorthy K, Couraud PO. Guanine nucleotide-binding protein Gai2: a new partner of claudin-5 that regulates tight junction integrity in human brain endothelial cells. J Cereb Blood Flow Metab. 2012 May;32(5):860-73. doi: 10.1038/jcbfm.2011.202. Epub 2012 Feb 15
27. Korzh V, Kondrychyn I. Origin and development of circumventricular organs in living vertebrate. Semin Cell Dev Biol. 2020 Jun;102:13-20. doi: 10.1016/j.semcdb.2019.10.010. Epub 2019 Nov 6.
28. Duvernoy HM, Risold PY The circumventricular organs: an atlas of comparative anatomy and vascularization. Brain Res Rev. 2007 Nov;56(1):119-47. doi: 10.1016/j.brainresrev.2007.06.002. Epub 2007 Jun 18.
29. Ciofi P, Garret M, Lapirot O, Lafon P, Loyens A, Prevot V, Levine JE. Brain-endocrine interactions: a microvascular route in the mediobasal hypothalamus. Endocrinology. 2009 Dec;150(12):5509-19. doi: 10.1210/en.2009-0584. Epub 2009 Oct 16.
30. Kaur C, Ling EA. The circumventricular organs. Histol Histopathol. 2017 Sep;32(9):879-892. doi: 10.14670/HH-11-881. Epub 2017 Feb 8.
31. Cottrell GT, Ferguson AV. Sensory circumventricular organs: central roles in integrated autonomic regulation. Regul Pept. 2004 Jan 15;117(1):11-23. doi: 10.1016/j.regpep.2003.09.004.
32. Longatti P, Porzionato A, Basaldella L, Fiorindi A, De Caro P, Feletti A. The human area postrema: clear-cut silhouette and variations shown in vivo. J Neurosurg. 2015 May;122(5):989-95. doi: 10.3171/2014.11.JNS14482. Epub 2015 Jan 16.
33. Dempsey EW. Neural and vascular ultrastructure of the area postrema in the rat. J Comp Neurol. 1973 Jul 15;150(2):177-99. doi: 10.1002/cne.901500206.
34. Mullier A, Bouret SG, Prevot V, Dehouck B. Differential distribution of tight junction proteins suggests a role for tanycytes in blood-hypothalamus barrier regulation in the adult mouse brain. J Comp Neurol. 2010 Apr 1;518(7):943-62. doi: 10.1002/cne.22273.
35. Willis CL, Garwood CJ, Ray DE. A size selective vascular barrier in the rat area postrema formed by perivascular macrophages and the extracellular matrix. Neuroscience. 2007 Dec 5;150(2):498-509. doi: 10.1016/j.neuroscience.2007.09.023. Epub 2007 Sep 14.
36. Price CJ, Hoyda TD, Ferguson AV. The area postrema: a brain monitor and integrator of systemic autonomic state. Neuroscientist. 2008 Apr;14(2):182-94. doi: 10.1177/1073858407311100. Epub 2007 Dec 13.
37. Sarnat HB, Flores-Sarnat L, Boltshauser E. Area Postrema: Fetal Maturation, Tumors, Vomiting Center, Growth, Role in Neuromyelitis Optica. Pediatr Neurol. 2019 May;94:21-31. doi: 10.1016/j.pediatrneurol.2018.12.006. Epub 2018 Dec 25.
38. Whiting L, McCutcheon JE, Boyle CN, Roitman MF, Lutz TA. The area postrema (AP) and the parabrachial nucleus (PBN) are important sites for salmon calcitonin (sCT) to decrease evoked phasic dopamine release in the nucleus accumbens (NAc). Physiol Behav. 2017 Jul 1;176:9-16. doi: 10.1016/j.physbeh.2017.03.023. Epub 2017 Mar 22.
39. Jovanovic-Micic D, Samardzic R, Beleslin DB. The role of alpha-adrenergic mechanisms within the area postrema in dopamine-induced emesis. Eur J Pharmacol. 1995 Jan 5;272(1):21-30. doi: 10.1016/0014-2999(94)00622-e.
40. Koller WC, Rueda MG. Mechanism of action of dopaminergic agents in Parkinson's disease. Neurology. 1998 Jun;50(6 Suppl 6):S11-4; discussion S44-8. doi: 10.1212/wnl.50.6_suppl_6.s11.
41. Martin-Padura I, Lostaglio S, Schneemann M, Williams L, Romano M, Fruscella P, Panzeri C, Stoppacciaro A, Ruco L, Villa A, Simmons D, Dejana E. Junctional adhesion molecule, a novel member of the immunoglobulin superfamily that distributes at intercellular junctions and modulates monocyte transmigration. J Cell Biol. 1998 Jul 13;142(1):117-27. doi: 10.1083/jcb.142.1.117.
42. Haseloff RF, Dithmer S, Winkler L, Wolburg H, Blasig IE. Transmembrane proteins of the tight junctions at the blood-brain barrier: structural and functional aspects. Semin Cell Dev Biol. 2015 Feb;38:16-25. doi: 10.1016/j.semcdb.2014.11.004. Epub 2014 Nov 26.
43. Tietz S, Engelhardt B. Brain barriers: Crosstalk between complex tight junctions and adherens junctions. J Cell Biol. 2015 May 25;209(4):493-506. doi: 10.1083/jcb.201412147.
44. Dejana E, Tournier-Lasserve E, Weinstein BM. The control of vascular integrity by endothelial cell junctions: molecular basis and pathological implications. Dev Cell. 2009 Feb;16(2):209-21. doi: 10.1016/j.devcel.2009.01.004.
45. Morita S, Furube E, Mannari T, Okuda H, Tatsumi K, Wanaka A, Miyata S. Heterogeneous vascular permeability and alternative diffusion barrier in sensory circumventricular organs of adult mouse brain. Cell Tissue Res. 2016 Feb;363(2):497-511. doi: 10.1007/s00441-015-2207-7. Epub 2015 Jun 6.
46. Piontek J, Fritzsche S, Cording J, Richter S, Hartwig J, Walter M, Yu D, Turner JR, Gehring C, Rahn HP, Wolburg H, Blasig IE. Elucidating the principles of the molecular organization of heteropolymeric tight junction strands. Cell Mol Life Sci. 2011 Dec;68(23):3903-18. doi: 10.1007/s00018-011-0680-z. Epub 2011 May 1.
47. Castro Dias M, Coisne C, Lazarevic I, Baden P, Hata M, Iwamoto N, Francisco DMF, Vanlandewijck M, He L, Baier FA, Stroka D, Bruggmann R, Lyck R, Enzmann G, Deutsch U, Betsholtz C, Furuse M, Tsukita S, Engelhardt B. Claudin-3-deficient C57BL/6J mice display intact brain barriers. Sci Rep. 2019 Jan 18;9(1):203. doi: 10.1038/s41598-018-36731-3. Erratum in: Sci Rep. 2019 Jul 18;9(1):10702.
48. Greene C, Hanley N, Campbell M. Claudin-5: gatekeeper of neurological function. Fluids Barriers CNS. 2019 Jan 29;16(1):3. doi: 10.1186/s12987-019-0123-z.
49. Ek CJ, Dziegielewska KM, Stolp H, Saunders NR. Functional effectiveness of the blood-brain barrier to small water-soluble molecules in developing and adult opossum (Monodelphis domestica). J Comp Neurol. 2006 May 1;496(1):13-26. doi: 10.1002/cne.20885.
50. Stork T, Engelen D, Krudewig A, Silies M, Bainton RJ, Klambt C. Organization and function of the blood-brain barrier in Drosophila. J Neurosci. 2008;28(3):587-597.
doi:10.1523/JNEUROSCI.4367-07.2008
51. Angelow S, Kim KJ, Yu AS. Claudin-8 modulates paracellular permeability to acidic and basic ions in MDCK II cells. J Physiol. 2006 Feb 15;571(Pt 1):15-26. doi: 10.1113/jphysiol.2005.099135. Epub 2005 Dec 1.
52. Krug SM, Schulzke JD, Fromm M. Tight junction, selective permeability, and related diseases. Semin Cell Dev Biol. 2014 Dec;36:166-76. doi: 10.1016/j.semcdb.2014.09.002. Epub 2014 Sep 16.
53. Gunzel D, Stuiver M, Kausalya PJ, Haisch L, Krug SM, Rosenthal R, Meij IC, Hunziker W, Fromm M, Muller D. Claudin-10 exists in six alternatively spliced isoforms that exhibit distinct localization and function. J Cell Sci. 2009 May 15;122(Pt 10):1507-17. doi: 10.1242/jcs.040113. Epub 2009 Apr 21.
54. Plain A, Pan W, O'Neill D, Ure M, Beggs MR, Farhan M, Dimke H, Cordat E, Alexander RT. Claudin-12 Knockout Mice Demonstrate Reduced Proximal Tubule Calcium Permeability. Int J Mol Sci. 2020 Mar 18;21(6):2074. doi: 10.3390/ijms21062074.
55. Castro Dias M, Coisne C, Baden P, Enzmann G, Garrett L, Becker L, Holter SM; German Mouse Clinic Consortium, Hrabe de Angelis M, Deutsch U, Engelhardt B. Claudin-12 is not required for blood-brain barrier tight junction function. Fluids Barriers CNS. 2019 Sep 12;16(1):30. doi: 10.1186/s12987-019-0150-9.
56. FRAENKEL-CONRAT H, BRANDON BA, OLCOTT HS. The reaction of formaldehyde with
proteins; participation of indole groups; gramicidin. J Biol Chem. 1947 Apr;168(1):99-118.
57. Whittington NC, Wray S. Suppression of Red Blood Cell Autofluorescence for Immunocytochemistry on Fixed Embryonic Mouse Tissue. Curr Protoc Neurosci. 2017 Oct 23;81:2.28.1-2.28.12. doi: 10.1002/cpns.35. PMID: 29058770;
58. Sun Y, Yu H, Zheng D, Cao Q, Wang Y, Harris D, Wang Y Sudan black B reduces autofluorescence in murine renal tissue. Arch Pathol Lab Med. 2011 Oct;135(10):1335-42. doi: 10.5858/arpa.2010-0549-OA.
59. Santha P, Veszelka S, Hoyk Z, Mdszaros M, Walter FR, Toth AE, Kiss L, Kincses A, Olah Z, Seprenyi G, Rakhely G, Ddr A, Pakaski M, Kalman J, Kittel A, Deli MA. Restraint Stress-Induced Morphological Changes at the Blood-Brain Barrier in Adult Rats. Front Mol Neurosci. 2016 Jan 14;8:88. doi: 10.3389/fnmol.2015.00088.


Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.




©2025 Cервис помощи студентам в выполнении работ