🔍 Поиск готовых работ

🔍 Поиск работ

Структурные изменения в митохондриях дофаминергических нейронов при условном нокауте гена Mfn2

Работа №128313

Тип работы

Дипломные работы, ВКР

Предмет

биология

Объем работы33
Год сдачи2021
Стоимость4240 руб.
ПУБЛИКУЕТСЯ ВПЕРВЫЕ
Просмотрено
51
Не подходит работа?

Узнай цену на написание


СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ 3
ВВЕДЕНИЕ 4
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 5
БОЛЕЗНЬ ПАРКИНСОНА: КЛИНИЧЕСКАЯ КАРТИНА И СОЦИАЛЬНЫЕ АСПЕКТЫ 5
ОРГАНИЗАЦИЯ ПРОЕКЦИЙ ЧЕРНОЙ СУБСТАНЦИИ В СТРИАТУМ И ИХ ФУНКЦИИ В НОРМЕ И ПАТОЛОГИИ 7
ЭТИОЛОГИЯ БП 8
МИТОХОНДРИАЛЬНАЯ ДИС ФУНКЦИЯ ПРИ БП 9
ФУНКЦИИ MFN2 В РАБОТЕ МИТОХОНДРИЙ 10
СВЯЗЬ MFN2 С БП 11
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 12
МОДЕЛЬНАЯ СИСТЕМА 13
ТРАНСМИС СИОННАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ МИКРОСКОПИЯ 14
ФИП-СЭМ МИКРОСКОПИЯ 17
ТРЕХМЕРНАЯ РЕКОНСТРУКЦИЯ И СТАТИСТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ 19
РЕЗУЛЬТАТЫ 19
НА РАННИХ СТАДИЯХ ПОСЛЕ ИНАКТИВАЦИИ MFN2 ИЗМЕНЯЕТСЯ ФОРМА МИТОХОНДРИЙ 19
ИНАКТИВАЦИЯ MFN2 ВЫЗЫВАЕТ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОЕ ИЗМЕНЕНИЕ СТРУКТУРЫ ВНУТРЕННЕЙ МЕМБРАНЫ МИТОХОНДРИЙ И, В КОНЕЧНОМ ИТОГЕ, ВЕДЕТ К НАРУШЕНИЮ ИХ ЦЕЛОСТНОСТИ. 25
ОБСУЖДЕНИЕ 28
ВЫВОДЫ 30
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 31


Черная субстанция - это одно из ядер среднего мозга, содержащее дофаминергические (DA) нейроны, проецирующиеся в стриатум и контролирующие программы произвольного и непроизвольного движения. Дегенерация этой популяции нейронов является причиной двигательных симптомов, обнаруживаемых у пациентов с болезнью Паркинсона (БП). Основной причиной БП является гибель дофаминергических нейронов черной субстанции и нарушение их проекций в стриатум [1]. Имеются экспериментальные доказательства того, что митохондрии необходимы для поддержания клеточных функций DA нейронов, таких как антероградный аксональный транспорт [2] и высвобождение дофамина нервными окончаниями на нейроны стриатума [3] и многих других функций. Делеция [4] или подавление экспрессии мтДНК [5] выборочно в DA нейронах среднего мозга у мышей приводит к появлению моторных проявлений и нейродегенерации, характерных для БП. Однако одним из недостатков этих экспериментов является то, что митохондриальные дефекты запускаются в нейронах уже на эмбриональной стадии, что свидетельствует о том, что наблюдаемые БП-подобные фенотипы могут быть результатом не только нейродегенеративных процессов, но и нарушения развития нервной системы. В данной работе проведено исследование митохондриальной структуры в DA нейронах у взрослых животных при условном выключении гена Mfn2.Этот подход позволил оценить развитие патологии в модели со сформированной дофаминергической системой, как это бы происходило при развитии БП.
Целью работы являлось исследовать последовательные структурные изменения в митохондриях дофаминергических нейронов черной субстанции при выключении гена Mfn2.
В ходе исследования были поставлены следующие задачи:
1. С помощью метода трансмиссионной электронной микроскопии (ТЭМ) сравнить морфологию митохондриальных мембран контрольных мышей с мышами с условным нокаутом гена Mfn2в DA нейронах черной субстанции через 3, 6 и 9 недель после выключения гена.
2. Методом фокусируемого ионного пучка - сканирующего микроскопа (ФИП-СЭМ) выполнить трехмерную реконструкцию митохондрий и сравнить их форму и объём у контрольных и нокаутных мышей на ранних стадиях после выключения гена Mfn2.


Возникли сложности?

Нужна помощь преподавателя?

Помощь в написании работ!
ДИПЛОМНЫЕ МАГИСТЕРСКИЕ ДИССЕРТАЦИИ
КУРСОВЫЕ СТАТЬИ ВКР

1. Выключение гена Mfn2в сформированных DA нейронах приводит к прогрессирующей митохондриальной дисфункции и гибели нейронов.
2. На начальных этапах (3 недели) выключение гена Mfn2нарушает процесс слияния митохондрий. Происходит изменение формы огранелл и изменяется организация их внутренней мембраны.
3. Через 6 недель все митохондрии принимают сферическую форму, происходит реорганизация крист, наблюдается набухание митохондрий.
4. Через 9 недель у большинства митохондрий происходит нарушение целостности наружной и внутренней мембран. Параллельно наблюдается гибель до 30% дофаминергических нейронов черной субстанции.



1. Kalia, L.V. and A.E. Lang, Parkinson's disease. Lancet, 2015. 386(9996): p. 896-912.
2. Sterky, F.H., et al., Impaired mitochondrial transport and Parkin-independent degeneration of respiratory chain-deficient dopamine neurons in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011. 108(31): p. 12937-42.
3. Sterky, F.H., et al., Altered dopamine metabolism and increased vulnerability to MPTP in mice with partial deficiency of mitochondrial complex I in dopamine neurons. Hum Mol Genet, 2012. 21(5): p. 1078-89.
4. Pickrell, A.M., et al., Striatal dysfunctions associated with mitochondrial DNA damage in dopaminergic neurons in a mouse model of Parkinson's disease. J Neurosci, 2011. 31(48): p. 17649-58.
5. Ekstrand, M.I., et al., Progressive parkinsonism in mice with respiratory-chain-deficient dopamine neurons. Proc Natl Acad Sci U S A, 2007. 104(4): p. 1325-30.
6. Dorsey, E.R., et al., The Emerging Evidence of the Parkinson Pandemic. J Parkinsons Dis, 2018. 8(s1): p. S3-S8.
7. Collaborators, G.B.D.N., Global, regional, and national burden of neurological disorders, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet Neurol, 2019. 18(5): p. 459-480.
8. Goetz, C.G., The history of Parkinson's disease: early clinical descriptions and neurological therapies. Cold Spring Harb Perspect Med, 2011. 1(1): p. a008862.
9. Jankovic, J., et al., Variable expression of Parkinson's disease: a base-line analysis of the DATATOP cohort. The Parkinson Study Group. Neurology, 1990. 40(10): p. 1529-34.
10. Fereshtehnejad, S.M. and R.B. Postuma, Subtypes of Parkinson's Disease: What Do They Tell Us About Disease Progression? Curr Neurol Neurosci Rep, 2017. 17(4): p. 34.
11. Khoo, T.K., et al., The spectrum of nonmotor symptoms in early Parkinson disease. Neurology, 2013. 80(3): p. 276-81.
12. Duncan, G.W., et al., Health-related quality of life in early Parkinson's disease: the impact of nonmotor symptoms. Mov Disord, 2014. 29(2): p. 195-202.
13. Postuma, R.B., et al., Identifying prodromal Parkinson's disease: pre-motor disorders in Parkinson's disease. Mov Disord, 2012. 27(5): p. 617-26.
14. Siderowf, A. and A.E. Lang, Premotor Parkinson's disease: concepts and definitions. Mov Disord, 2012. 27(5): p. 608-16.
15. Fox, S.H., et al., The Movement Disorder Society Evidence-Based Medicine Review Update: Treatments for the motor symptoms of Parkinson's disease. Mov Disord, 2011.
26 Suppl 3: p. S2-41.
16. Connolly, B.S. and A.E. Lang, Pharmacological treatment of Parkinson disease: a review. JAMA, 2014. 311(16): p. 1670-83.
17. Hely, M.A., et al., Sydney Multicenter Study of Parkinson's disease: non-L-dopa- responsiveproblems dominate at 15 years. Mov Disord, 2005. 20(2): p. 190-9.
18. Hely, M.A., et al., The Sydney multicenter study of Parkinson's disease: the inevitability of dementia at 20 years. Mov Disord, 2008. 23(6): p. 837-44.
19. Bloem, B.R., M.S. Okun, and C. Klein, Parkinson's disease. Lancet, 2021.
20. Carpenter, M.B., K. Nakano, and R. Kim, Nigrothalamicprojections in the monkey demonstrated by autoradiographic technics. J Comp Neurol, 1976. 165(4): p. 401-15.
21. Hodge, G.K. and L.L. Butcher, Pars compacta of the substantia nigra modulates motor activity but is not involved importantly in regulating food and water intake. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol, 1980. 313(1): p. 51-67.
22. Hauber, W., Involvement of basal ganglia transmitter systems in movement initiation. Prog Neurobiol, 1998. 56(5): p. 507-40.
23. Dickson, D.W., et al., Neuropathological assessment of Parkinson's disease: refining the diagnostic criteria. Lancet Neurol, 2009. 8(12): p. 1150-7.
24. Kordower, J.H., et al., Disease duration and the integrity of the nigrostriatal system in Parkinson's disease. Brain, 2013. 136(Pt 8): p. 2419-31.
25. Hornykiewicz, O. and S.J. Kish, Biochemical pathophysiology of Parkinson's disease. Adv Neurol, 1987. 45: p. 19-34.
26. Johansen, K.K., et al., A Case of Parkinson's Disease with No Lewy Body Pathology due to a Homozygous Exon Deletion in Parkin. Case Rep Neurol Med, 2018. 2018: p. 6838965.
27. Maiti, P., J. Manna, and G.L. Dunbar, Current understanding of the molecular mechanisms in Parkinson's disease: Targets for potential treatments. Transl Neurodegener, 2017. 6: p. 28.
28. Zeng, X.S., et al., Cellular and Molecular Basis of Neurodegeneration in Parkinson Disease. Front Aging Neurosci, 2018. 10: p. 109.
29. Ip, C.W., et al., AAV1/2-inducedoverexpression of A53T-alpha-synuclein in the substantia nigra results in degeneration of the nigrostriatal system with Lewy-like pathology and motor impairment: a new mouse model for Parkinson's disease. Acta Neuropathol Commun, 2017. 5(1): p. 11.
30. Pupyshev, A.B., et al., Suppression of autophagy in the brain of transgenic mice with overexpression of capital A, Cyrillic53capital TE, Cyrillic-mutant alpha-synuclein as an early event at synucleinopathy progression. Neurosci Lett, 2018. 672: p. 140-144.
31. Li, X., et al., Leucine-rich repeat kinase 2 (LRRK2)/PARK8possesses GTPase activity that is altered in familial Parkinson's disease R1441C G mutants. J Neurochem, 2007. 103(1): p. 238-47.
32. Ho, D.H., et al., LRRK2 Kinase Activity Induces Mitochondrial Fission in Microglia via Drp1 and Modulates Neuroinflammation. Exp Neurobiol, 2018. 27(3): p. 171-180.
33. Nguyen, M. and D. Krainc, LRRK2 phosphorylation of auxilin mediates synaptic defects in dopaminergic neurons from patients with Parkinson's disease. Proc Natl Acad Sci U S A, 2018. 115(21): p. 5576-5581.
34. Clark, I.E., et al., Drosophila pink1 is required for mitochondrial function and interacts genetically with parkin. Nature, 2006. 441(7097): p. 1162-6.
35. Pickrell, A.M. and R.J. Youle, The roles of PINK1, parkin, and mitochondrial fidelity in Parkinson's disease. Neuron, 2015. 85(2): p. 257-73.
36. Wang, W., et al., Parkinson's disease-associated mutant VPS35 causes mitochondrial dysfunction by recyclingDLP1 complexes. Nat Med, 2016. 22(1): p. 54-63.
37. Bender, A., et al., High levels of mitochondrial DNA deletions in substantia nigra neurons in aging and Parkinson disease. Nat Genet, 2006. 38(5): p. 515-7.
38. Reeve, A.K., et al., Nature of mitochondrial DNA deletions in substantia nigra neurons. Am J Hum Genet, 2008. 82(1): p. 228-35.
39. Chaturvedi, R.K. and M.F. Beal, Mitochondrial approaches for neuroprotection. Ann N Y Acad Sci, 2008. 1147: p. 395-412.
40. Isobe, C., T. Abe, and Y. Terayama, Levels of reduced and oxidized coenzyme Q-10 and 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine in the cerebrospinal fluid of patients with living Parkinson's disease demonstrate that mitochondrial oxidative damage and/or oxidative DNA damage contributes to the neurodegenerativeprocess. Neurosci Lett, 2010. 469(1): p. 159-63.
41. Murphy, M.P., How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J, 2009. 417(1): p. 1-13.
42. Starkov, A.A., The role of mitochondria in reactive oxygen species metabolism and signaling. Ann N Y Acad Sci, 2008. 1147: p. 37-52.
43. Keeney, P.M., et al., Parkinson's disease brain mitochondrial complex I has oxidatively damaged subunits and is functionally impaired and misassembled. J Neurosci, 2006. 26(19): p. 5256-64.
44. Dias, V., E. Junn, and M.M. Mouradian, The role of oxidative stress in Parkinson's disease. J Parkinsons Dis, 2013. 3(4): p. 461-91.
45. Martinez-Vicente, M., NeuronalMitophagy in Neurodegenerative Diseases. Front Mol Neurosci, 2017. 10: p. 64.
46. Mouton-Liger, F., et al., PINK1/Parkin-DependentMitochondrial Surveillance: From Pleiotropy to Parkinson's Disease. Front Mol Neurosci, 2017. 10: p. 120.
47. Alexander, C., et al., OPA1, encoding a dynamin-related GTPase, is mutated in autosomal dominant optic atrophy linked to chromosome 3q28. Nat Genet, 2000. 26(2): p. 211-5.
48. Chen, H., et al., Mitofusins Mfn1 and Mfn2 coordinately regulate mitochondrial fusion and are essential for embryonic development. J Cell Biol, 2003. 160(2): p. 189-200.
49. Griffin, E.E. and D.C. Chan, Domain interactions within Fzo1 oligomers are essential for mitochondrial fusion. J Biol Chem, 2006. 281(24): p. 16599-606.
50. Qi, Y., et al., Structures of human mitofusin 1 provide insight into mitochondrial tethering. J Cell Biol, 2016. 215(5): p. 621-629.
51. Ryan, M.T. and D. Stojanovski, Mitofusins 'bridge' the gap between oxidative stress and mitochondrial hyperfusion. EMBO Rep, 2012. 13(10): p. 870-1.
52. Santel, A., et al., Mitofusin-1 protein is a generally expressed mediator of mitochondrial fusion in mammalian cells. J Cell Sci, 2003. 116(Pt 13): p. 2763-74.
53. Koshiba, T., et al., Structural basis of mitochondrial tethering by mitofusin complexes. Science, 2004. 305(5685): p. 858-62.
54. Daumke, O. and A. Roux, Mitochondrial Homeostasis: How Do Dimers of Mitofusins Mediate Mitochondrial Fusion? Curr Biol, 2017. 27(9): p. R353-R356.
55. Giorgi, C., et al., Mitochondria-associatedmembranes: composition, molecular mechanisms, and physiopathological implications. Antioxid Redox Signal, 2015. 22(12): p. 995-1019.
56. de Brito, O.M. and L. Scorrano, Mitofusin 2 tethers endoplasmic reticulum to mitochondria. Nature, 2008. 456(7222): p. 605-10.
57. Hamasaki, M., et al., Autophagosomes form at ER-mitochondria contact sites. Nature, 2013. 495(7441): p. 389-93.
58. Hailey, D.W., et al., Mitochondria supply membranes for autophagosome biogenesis during starvation. Cell, 2010. 141(4): p. 656-67.
59. Misko, A., et al., Mitofusin 2 is necessary for transport of axonal mitochondria and interacts with the Miro/Milton complex. J Neurosci, 2010. 30(12): p. 4232-40.
60. Lee, S., et al., Mitofusin 2 is necessary for striatal axonal projections of midbrain dopamine neurons. Hum Mol Genet, 2012. 21(22): p. 4827-35.
61. Kitada, T., et al., Mutations in the parkin gene cause autosomal recessive juvenile parkinsonism. Nature, 1998. 392(6676): p. 605-8.
62. Dodson, M.W. and M. Guo, Pink1, Parkin, DJ-1 and mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease. Curr Opin Neurobiol, 2007. 17(3): p. 331-7.
63. Matsuda, N., et al., PINK1 stabilized by mitochondrial depolarization recruits Parkin to damaged mitochondria and activates latent Parkin for mitophagy. J Cell Biol, 2010. 189(2): p. 211-21.
64. Shin, J.H., et al., PARIS (ZNF746) repression of PGC-1alpha contributes to neurodegeneration in Parkinson's disease. Cell, 2011. 144(5): p. 689-702.
65. Soriano, F.X., et al., Evidence for a mitochondrial regulatory pathway defined by peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1 alpha, estrogen-related receptor-alpha, andmitofusin 2. Diabetes, 2006. 55(6): p. 1783-91.
66. Zheng, L., et al., Parkin functionally interacts with PGC-1alpha to preserve mitochondria and protect dopaminergic neurons. Hum Mol Genet, 2017. 26(3): p. 582-598.
67. Vilarino-Guell, C., et al., VPS35 mutations in Parkinson disease. Am J Hum Genet, 2011. 89(1): p. 162-7.
68. Zimprich, A., et al., A mutation in VPS35, encoding a subunit of the retromer complex, causes late-onset Parkinson disease. Am J Hum Genet, 2011. 89(1): p. 168-75.
69. Tang, F.L., et al., VPS35 Deficiency or Mutation Causes Dopaminergic Neuronal Loss by Impairing Mitochondrial Fusion and Function. Cell Rep, 2015. 12(10): p. 1631-43.
70. McLellan, M.A., N.A. Rosenthal, and A.R. Pinto, Cre-loxP-Mediated Recombination: General Principles and Experimental Considerations. Curr Protoc Mouse Biol, 2017. 7(1): p. 1-12.
71. Parlato, R., et al., Survival of DA neurons is independent of CREMupregulation in absence of CREB. Genesis, 2006. 44(10): p. 454-64.
72. Metzger, D. and P. Chambon, Site- and time-specific gene targeting in the mouse. Methods, 2001. 24(1): p. 71-80.
73. Murata, D., et al., Mitochondrial division, fusion and degradation. J Biochem, 2020. 167(3): p. 233-241.
74. Olichon, A., et al., Loss of OPA1 perturbates the mitochondrial inner membrane structure and integrity, leading to cytochrome c release and apoptosis. J Biol Chem, 2003. 278(10): p. 7743-6.
75. Cipolat, S., et al., OPA1 requires mitofusin 1 to promote mitochondrial fusion. Proc Natl Acad Sci U S A, 2004. 101(45): p. 15927-32.
76. Cogliati, S., et al., Mitochondrial cristae shape determines respiratory chain supercomplexes assembly and respiratory efficiency. Cell, 2013. 155(1): p. 160-71.
77. Baker, N., J. Patel, and M. Khacho, Linking mitochondrial dynamics, cristae remodeling and supercomplex formation: How mitochondrial structure can regulate bioenergetics. Mitochondrion, 2019. 49: p. 259-268.

Работу высылаем на протяжении 30 минут после оплаты.




©2025 Cервис помощи студентам в выполнении работ
.